裂褶菌胞內(nèi)多糖的提取純化及生物活性分析

李翹楚，張 璐，王紅艷，王增利，丁 強(qiáng)，王鴻磊,

（1.中國農(nóng)業(yè)大學(xué)煙臺研究院，山東煙臺 264670；2.中國農(nóng)業(yè)大學(xué)食品科學(xué)與營養(yǎng)工程學(xué)院，北京 100083）

裂褶菌（Schizophyllum communeFr.）又名雞毛菌、白花、白參，屬于裂褶菌科、裂褶菌屬[1]，其質(zhì)地柔嫩，味道鮮美，是一種非常珍貴的可食用真菌，具有滋補(bǔ)強(qiáng)身的作用[2]。

裂褶菌多糖（SPG）也稱裂褶菌素，是裂褶菌生物活性物質(zhì)中最重要的成分之一，具有抗腫瘤性[3]、抗疲勞[4]、調(diào)節(jié)免疫功能[5-6]等功能，在食品、生物與醫(yī)藥等領(lǐng)域的應(yīng)用前景十分廣泛。SPG來源于子實(shí)體、菌絲體或發(fā)酵液，分胞內(nèi)多糖與胞外多糖[7-8]，具有獨(dú)特的β-（1,6）分支的β-（1,3）-D葡聚糖結(jié)構(gòu)[9]，分子量從4萬到10萬不等。研究表明分子量和多糖的三維結(jié)構(gòu)對其生物學(xué)活性具有重要影響。分子量大于100000的裂褶菌多糖活性較高，在水溶液中具備三股螺旋結(jié)構(gòu)；而分子量小于50000的不具備三股螺旋結(jié)構(gòu)的，沒有抗腫瘤活性[10]。國內(nèi)對裂褶菌的研究起步較晚，且主要集中在裂褶菌營養(yǎng)生理和人工栽培上，裂褶菌多糖的研究與國外存在一起差距[11]。

食用菌多糖提取主要有熱水浸提法、堿浸提法、酶法、超聲波法、微波法等[12]，熱水浸提法使用最為廣泛，但存在耗時(shí)久、得率不高等問題[13]。超聲波法是利用超聲波的機(jī)械破碎和空化作用使細(xì)胞壁破裂，從而加速內(nèi)容物向溶劑擴(kuò)散的一種技術(shù)[14]。與傳統(tǒng)方法相比較，超聲提取法具有操作簡單、提取率高，對設(shè)備要求較低，提取耗時(shí)短等特點(diǎn)，在真菌多糖的工業(yè)生產(chǎn)中有較大應(yīng)用潛力[15]。

本文通過超聲輔助熱水提取法從裂褶菌菌絲體中提取胞內(nèi)多糖，并優(yōu)化其提取工藝，對胞內(nèi)多糖進(jìn)行分離純化，并探究純化后多糖組分的體外抗氧化性和抑菌性，以期為裂褶菌多糖相關(guān)的保健品和食品的研發(fā)提供參考。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

裂褶菌 由中國農(nóng)業(yè)大學(xué)煙臺研究院食用菌實(shí)驗(yàn)室選育、分離，于4 ℃保藏；AB-8大孔樹脂、DEAE-52離子交換基質(zhì) 萊特新材料科技公司；Sephadex G-100葡聚糖凝膠、Tris-HCl、葡聚糖T-series標(biāo)品、抗壞血酸 西格瑪上海貿(mào)易公司；水楊酸、鄰苯三酚博奧拓達(dá)科技公司；DPPH 源葉生物科技有限公司；馬鈴薯葡萄糖瓊脂（PDA）、馬鈴薯葡萄糖肉湯（PDB） 杭州微生物試劑有限公司。

KQ-500DE超聲波清洗器 昆山市超聲儀器有限公司；CR21GⅢ高速離心機(jī) Hitachi Koki公司；BS200S精密電子天平 德國Sartorius公司；Agilent 1206高效液相色譜儀 Agilent 科技設(shè)備公司；TU-1810PU紫外分光光度計(jì) 北京普析通用儀器廠；Paragon 1000PC紅外光譜儀 Perkin-Elmer股份有限公司。

1.2 實(shí)驗(yàn)方法

1.2.1 裂褶菌胞內(nèi)多糖提取工藝優(yōu)化

1.2.1.1 裂褶菌胞內(nèi)多糖提取工藝 將裂褶菌接種到PDA平板上，25 ℃培養(yǎng)3～5 d。打取4個(gè)菌絲塊，接種到PDB培養(yǎng)基中，25 ℃、160 r/min培養(yǎng)5 d。發(fā)酵液6000 r/min離心10 min，收集沉淀。用蒸餾水洗滌三次，放置50 ℃烘箱中烘干至恒重，得裂褶菌菌絲體。將裂褶菌菌絲體粉碎，過40目篩。取適量裂褶菌粉末加入一定比例的水溶解，超聲處理，處理完畢后將其放置于90 ℃恒溫水浴鍋中浸提2 h。6000 r/min離心10 min，取上清液，利用AB-8大孔樹脂[16-17]除蛋白質(zhì)和色素，減壓濃縮至原體積的1/3，4 ℃醇沉過夜[18]，冷凍干燥，得裂褶菌胞內(nèi)多糖。計(jì)算裂褶菌胞內(nèi)粗多糖得率。

多糖得率計(jì)算公式如下：

式中：Z—裂褶菌多糖的得率，%；Y—烘干所得裂褶菌多糖的質(zhì)量，g；Y0—裂褶菌菌絲體粉末的質(zhì)量，g。

1.2.1.2 單因素實(shí)驗(yàn) 裂褶菌粉末10 g，超聲時(shí)間20 min，超聲功率180 W，設(shè)置水料比為15:1、20:1、25:1、30:1、35:1，考察料水比對胞內(nèi)粗多糖得率的影響。

裂褶菌粉末10 g，水料比25:1，超聲功率180 W，設(shè)置超聲時(shí)間為15、20、25、30、35 min，考察超聲時(shí)間對胞內(nèi)粗多糖得率的影響。

裂褶菌粉末10 g，水料比25:1，超聲時(shí)間30 min，設(shè)置超聲功率為60、120、180、240、300 W，考察超聲功率對胞內(nèi)粗多糖得率的影響。

1.2.1.3 響應(yīng)面法優(yōu)化裂褶菌胞內(nèi)多糖提取工藝根據(jù)Box-Behnken的中心組合實(shí)驗(yàn)設(shè)計(jì)原理[19]和單因素實(shí)驗(yàn)所產(chǎn)生的結(jié)果，采用Design Expert設(shè)計(jì)響應(yīng)面優(yōu)化因素水平表（見表1），實(shí)驗(yàn)三因素分別用A、B、C表示，每個(gè)因素的三水平由低到高分別用-1、0、1表示。

表1 響應(yīng)面試驗(yàn)因素與水平設(shè)計(jì)Table 1 Factors and levels of response surface experiment

1.2.2 裂褶菌胞內(nèi)多糖的分離純化

1.2.2.1 裂褶菌胞內(nèi)多糖DEAE-52離子交換柱層析準(zhǔn)確稱取樣品30.0 mg，溶于 8 mL 0.02 mol/L pH=7.4的Tris-HCl緩沖液中，用0.45 μm的濾膜過濾。之后上樣，先用 100 mL 0.02 mol/L的Tris-HCl緩沖液洗脫，依次用濃度0、0.3、0.6、0.9 mol/L NaCl的緩沖液洗脫，洗脫速度2 mL/min，4 mL/管收集。用苯酚-硫酸法[20]測定樣品中的糖含量，以洗脫管數(shù)為橫坐標(biāo)，490 nm處吸光度值為縱坐標(biāo)，繪制洗脫曲線，根據(jù)洗脫曲線收集洗脫峰，冷凍干燥后保存。

1.2.2.2 裂褶菌胞內(nèi)多糖Sephadex G-100葡聚糖凝膠柱層析 將10 mg經(jīng)過離子交換柱層析的多糖樣品溶于4 mL去離子水中，用0.45 μm濾膜過濾后上樣，然后用200 mL去離子水洗脫，流速為1 mL/min，每管收集3 mL，用苯酚-硫酸法每管檢測，繪制洗脫曲線，收集洗脫峰，冷凍干燥后保存。

1.2.2.3 裂褶菌胞內(nèi)多糖純度鑒定及分子量測定根據(jù)高效體積排阻色譜法（HPSEC-RID）[21]，對洗脫出的裂褶菌胞內(nèi)多糖組分進(jìn)行純度檢驗(yàn)與分子量測定。檢測條件如下：高效液相色譜儀Agilent 1206；色譜柱：AgiLent GPC Columns PL MIXED-M（8 μm、300 mm×7.5 mm）；檢測器：示差折光檢測器；流動相：去離子水；工作參數(shù)：柱溫30 ℃、進(jìn)樣量20 μL，流速1.0 mL/min。

用不同分子量的葡聚糖作為標(biāo)準(zhǔn)品，以保留時(shí)間為橫坐標(biāo)，與其對應(yīng)分子量的對數(shù)lg（Mw）為縱坐標(biāo)，繪制標(biāo)準(zhǔn)曲線；追蹤裂褶菌胞內(nèi)多糖在色譜柱中的保留時(shí)間，根據(jù)標(biāo)準(zhǔn)曲線計(jì)算其分子量。標(biāo)準(zhǔn)曲線為：lg（Mw）=-1.2577x+12.61（n=7，R2=0.9971）。

1.2.2.4 裂褶菌胞內(nèi)多糖紫外光譜掃描 將分離純化并且干燥好的裂褶菌胞內(nèi)多糖配制成1.0 mg/mL的溶液，以超純水為空白對照，在190～400 nm處進(jìn)行紫外光譜全波長掃描，觀察掃描圖譜在260和280 nm是否出現(xiàn)吸收峰的情況[22]。

1.2.2.5 裂褶菌胞內(nèi)多糖紅外光譜掃描 準(zhǔn)確稱取分離純化后的裂褶菌胞內(nèi)多糖樣品2.0 mg，加入100.0 mg烘干的KBr，在瑪瑙研缽中進(jìn)行充分研磨，然后壓片，壓力為18 MPa，維持時(shí)間5～10 min，將壓片置于傅里葉紅外光譜儀中在4000～400 cm-1范圍內(nèi)進(jìn)行掃描[23]。

1.2.3 裂褶菌胞內(nèi)多糖生物活性探究

1.2.3.1 裂褶菌胞內(nèi)多糖抗氧化性測定 分別配制1、2、3、4、5 mg/mL的裂褶菌胞內(nèi)多糖NSPG-1和抗壞血酸（VC）溶液，參照文獻(xiàn)[24-26]檢測裂褶菌胞內(nèi)多糖NSPG-1對DPPH自由基、羥基自由基和超氧陰離子自由基的清除率，計(jì)算IC50。

1.2.3.2 裂褶菌胞內(nèi)多糖抑菌性測定 取OD值為0.4～0.6的大腸桿菌、枯草芽孢桿菌和金黃色葡萄球菌的稀釋液8 mL，添加0.625、1.25、2.5、5、10 mg/mL的NSPG-1多糖溶液0.5 mL，以青霉素為對照，37 ℃培養(yǎng)12 h，測定抑菌性，計(jì)算IC50[27-28]。

1.3 數(shù)據(jù)處理

各項(xiàng)指標(biāo)進(jìn)行3次獨(dú)立重復(fù)試驗(yàn)，實(shí)驗(yàn)結(jié)果以平均值±標(biāo)準(zhǔn)差表示。采用Microsoft Excel 2016對數(shù)據(jù)進(jìn)行處理，采用IBM SPSS Statistics 23對數(shù)據(jù)進(jìn)行ANOVA方差分析，顯著水平設(shè)為P＜0.05；采用Origin 2018進(jìn)行圖形的繪制，不同的字母表示各組間存在顯著差異。

2 結(jié)果與分析

2.1 裂褶菌胞內(nèi)多糖提取工藝優(yōu)化

2.1.1 不同單因素對裂褶菌胞內(nèi)多糖得率的影響由圖1A可知，隨著水料比的增加，胞內(nèi)多糖的得率也隨之增加，當(dāng)水料比為25:1時(shí)，多糖得率達(dá)到最高，繼續(xù)增加水料比胞內(nèi)多糖得率逐漸降低。這是由于提高溶劑用量可增大體系擴(kuò)散壓從而促進(jìn)了多糖的溶出[29]。而料液比過高，可能會導(dǎo)致超聲波的振幅下降，降低空化效應(yīng)，從而使多糖得率有所下降[30]。

圖1 不同因素對胞內(nèi)多糖得率的影響結(jié)果Fig.1 Effects of three different kinds of factors on the yield of intracellular crude polysaccharides

由圖1B可知，隨著時(shí)間的增加，胞內(nèi)多糖得率隨之增加，在超聲時(shí)間為30 min時(shí)，達(dá)到最高值，隨后緩慢下降。其原因可能是超聲波作用時(shí)間過長，空化作用力會使得多糖糖鏈?zhǔn)艿狡茐?，?dǎo)致得率下降[31]。

由圖1C可知，當(dāng)超聲功率為60 W時(shí)，胞內(nèi)多糖得率最低（11.87%）。當(dāng)超聲功率在60～180 W時(shí)，得率增速最快，之后隨著超聲功率增加，胞內(nèi)多糖得率增速放緩，當(dāng)超聲功率達(dá)到300 W時(shí)，得率達(dá)到最高值。超聲波的空化作用會隨著超聲功率的提高而增強(qiáng)，適當(dāng)提高提取功率可以提高多糖的溶出。但超聲功率過高，其高強(qiáng)度的空化作用可能會導(dǎo)致多糖結(jié)構(gòu)破壞[32]，影響提取率，故選擇180～300 W作為超聲功率的優(yōu)化范圍。

2.1.2 裂褶菌胞內(nèi)多糖提取工藝的響應(yīng)面優(yōu)化 根據(jù)單因素試驗(yàn)結(jié)果，以裂褶菌胞內(nèi)多糖得率為響應(yīng)值，以水料比（A）、超聲時(shí)間（B）和超聲功率（C）為自變量，進(jìn)行三因素三水平的響應(yīng)面優(yōu)化試驗(yàn)。試驗(yàn)編碼表和實(shí)驗(yàn)結(jié)果見表2。

表2 響應(yīng)面試驗(yàn)編碼表和實(shí)驗(yàn)結(jié)果Table 2 Response surface test results

2.1.2.1 回歸方程擬合及方差分析 利用Design Expert8.0對實(shí)驗(yàn)結(jié)果進(jìn)行方差分析、3D立體圖及相關(guān)系數(shù)的擬合以及模型回歸。通過響應(yīng)面分析，建立以水料比A、超聲時(shí)間B、超聲功率C為三因素的數(shù)字回歸模型如下：

回歸系數(shù)及顯著性檢驗(yàn)如表3所示，可以看出，該模型的P=0.0001，說明模型極為顯著；失擬項(xiàng)P=0.9283，說明無失擬因素存在，此模型的R2=0.9903，表明二次回歸模型選用是適當(dāng)?shù)摹?/p>

表3 回歸系數(shù)及顯著性檢驗(yàn)Table 3 Regression coefficient and significance test

分析模型中各個(gè)系數(shù)的P值，可知B、C、AC、BC、B2、C2對于裂褶菌胞內(nèi)粗多糖得率的影響極顯著（P＜0.01），A、AB對裂褶菌胞內(nèi)多糖得率影響顯著（P＜0.05），A2對于裂褶菌胞內(nèi)粗多糖得率的影響不顯著（P＞0.05）。各個(gè)因素對胞內(nèi)多糖得率影響程度的大小順序?yàn)椋築＞C＞A。

2.1.2.2 交互作用響應(yīng)面分析 圖2為水料比（A）和超聲時(shí)間（B）對于胞內(nèi)多糖得率的影響。當(dāng)超聲時(shí)間一定時(shí)，裂褶菌胞內(nèi)多糖得率隨著水料比的增加而增加；當(dāng)水料比一定時(shí)，裂褶菌胞內(nèi)多糖得率隨著超聲時(shí)間的增加先增加后減小；響應(yīng)面坡度陡峭，說明AB之間的交互作用明顯。

圖2 水料比和超聲時(shí)間的交互作用對裂褶菌胞內(nèi)多糖得率的影響Fig.2 Interaction effect of water-to-material ratio and ultrasonic time on the yield of polysaccharides

圖3為水料比（A）和超聲功率（C）對于胞內(nèi)多糖得率的影響。在一定超聲功率條件下，裂褶菌胞內(nèi)多糖得率隨著水料比的增加而增加；在一定水料比條件下，裂褶菌胞內(nèi)多糖得率隨著超聲功率的增加先增加后減小；AC之間交互作用顯著；且裂褶菌胞內(nèi)多糖得率隨著超聲功率的變化幅度明顯高于隨著水料比的變化幅度，說明超聲功率對實(shí)驗(yàn)結(jié)果的影響比水料比更大。

圖4為超聲時(shí)間（B）和超聲功率（C）對于胞內(nèi)多糖得率的影響。裂褶菌胞內(nèi)多糖得率隨著超聲時(shí)間和超聲功率的增加呈現(xiàn)出先上升后下降的趨勢。響應(yīng)面坡度十分陡峭且等高線圖呈現(xiàn)出橢圓形，說明二者交互作用十分顯著，這與方差分析的結(jié)果相符。

圖4 超聲時(shí)間和超聲功率的交互作用對裂褶菌胞內(nèi)多糖得率的影響Fig.4 Interaction effect of ultrasound time and ultrasound power on the yield of polysaccharides

2.1.3 驗(yàn)證實(shí)驗(yàn) 通過Design Expert 8.0對于超聲輔助熱水提取裂褶菌胞內(nèi)多糖的擬合分析，預(yù)測出最佳的工藝條件：水料比30:1、超聲時(shí)間30.26 min、超聲功率229.29 W，在此工藝條件下所得到的預(yù)測胞內(nèi)多糖得率為18.01%；考慮到實(shí)際操作的情況，對工藝條件進(jìn)行了些許修正，最終得到的最佳優(yōu)化工藝為：水料比30:1、超聲時(shí)間30 min、超聲功率230 W；在此工藝條件下得到的實(shí)際胞內(nèi)多糖得率為18.14%±0.33%。預(yù)測值與實(shí)際值的誤差為0.69%，說明通過響應(yīng)面優(yōu)化所得的裂褶菌胞內(nèi)多糖提取工藝參數(shù)具有可行性。

2.2 裂褶菌胞內(nèi)多糖的分離純化

2.2.1 裂褶菌胞內(nèi)多糖離子交換柱層析 由圖5可知，實(shí)驗(yàn)一共獲得4種裂褶菌胞內(nèi)多糖組分，將含量最高的組分命名為NSPG-1并收集。

圖5 離子交換柱層析結(jié)果Fig.5 Ion exchange column chromatography results

2.2.2 裂褶菌胞內(nèi)多糖凝膠柱層析 通過Sephadex G-100對裂褶菌胞內(nèi)多糖NSPG-1的均一性進(jìn)行初步鑒定，洗脫曲線如圖6所示，洗脫曲線呈現(xiàn)為單一的對稱峰，初步證明其為單一組分[33]，表明NSPG-1是分子量均一的多糖。

圖6 NSPG-1凝膠柱層析結(jié)果Fig.6 NSPG-1 gel column chromatography results

2.2.3 高效體積排阻色譜法純度鑒定及分子量測定裂褶菌多糖組分NSPG-1在HPLC上的洗脫曲線如圖7所示，胞內(nèi)多糖NSPG-1經(jīng)過高效體積排阻色譜法分離后得到的圖譜為單一對稱峰，說明組分純度較高且分子量是均一的[34]；其出峰時(shí)間為7.623 min，根據(jù)標(biāo)準(zhǔn)曲線方程計(jì)算可得：NSPG-1的分子量為1.05×106Da。

圖7 NSPG-1的HPLC洗脫曲線Fig.7 HPLC elution curve of NSPG-1

2.2.4 紫外光譜掃描純度鑒定結(jié)果 如圖8所示，NSPG-1在199 nm處含有多糖吸收峰，說明該物質(zhì)確實(shí)是多糖；其在260和280 nm處均不含吸收峰，說明該組分不含蛋白質(zhì)與核酸，表明裂褶菌胞內(nèi)多糖得到了分離純化。

圖8 NSPG-1紫外掃描圖Fig.8 UV scan of NSPG-1

2.2.5 紅外光譜掃描結(jié)果 由圖9可知，NSPG-1在4000～400 cm-1范圍內(nèi)都具有典型的多糖吸收峰：3400 cm-1處由羥基的變角振動與伸縮振動所引起的吸收峰，2930 cm-1附近由糖類C-H鍵伸縮振動所產(chǎn)生的吸收峰，1640 cm-1附近糖的水化物的典型吸收峰，1400～1200 cm-1附近由于C-H鍵的變角振動所引起的糖類特征吸收峰[35-37]。吡喃糖環(huán)會在1200～1000 cm-1處產(chǎn)生的強(qiáng)吸收峰[38]，而NSPG-1在1079 cm-1處有一個(gè)明顯的吸收峰，由此判定NSPG-1為吡喃糖；α型多糖在844 cm-1附近處有C-H鍵的特征吸收峰，β型多糖會在888 cm-1附近處產(chǎn)生CH鍵的特征吸收峰[39]，而NSPG-1在888 cm-1存在有一個(gè)吸收峰，而在844 cm-1附近沒有吸收峰，由此可知，NSPG-1為β型吡喃糖。本研究的紅外光譜與及多糖構(gòu)型與某些裂褶菌子實(shí)體多糖[40]有很大差異，這可能是由于菌種、培養(yǎng)方式、純化組分不同等因素導(dǎo)致的。

圖9 NSPG-1紅外掃描結(jié)果Fig.9 NSPG-1 infrared scan result

2.3 裂褶菌多糖生物活性探究

2.3.1 NSPG-1體外抗氧化性測定 如圖10所示，NSPG-1對于DPPH自由基、羥基自由基和超氧陰離子自由基均有一定的清除能力，且在一定濃度范圍內(nèi)，其清除自由基能力與多糖濃度呈正相關(guān)。其中NSPG-1對羥基自由基的清除能力最強(qiáng)，在質(zhì)量濃度5 mg/mL時(shí)，清除率高達(dá)90.87%。NSPG-1對DPPH自由基和超氧陰離子自由基清除能力稍差，清除率分別為43.12%和30.09%。NSPG-1對DPPH自由基、羥基自由基和超氧陰離子自由基的IC50值分別為6.97、1.08和11.41 mg/mL。

圖10 NSPG-1體外抗氧化性結(jié)果Fig.10 In vitro antioxidant activity results of NSPG-1

2.3.2 NSPG-1抑菌性測定 如圖11所示，NSPG-1對大腸桿菌、枯草芽孢桿菌和金黃色葡萄球菌均具有一定的抑制作用，且抑制率隨著多糖濃度的增大而增加。NSPG-1對三種菌的IC50值分別為7.56、12.54和10.42 mg/mL。

圖11 NSPG-1抑菌性結(jié)果Fig.11 NSPG-1 antibacterial results

3 結(jié)論和討論

本文以裂褶菌菌絲體為原料，利用響應(yīng)面法對超聲輔助熱水胞內(nèi)多糖工藝進(jìn)行了優(yōu)化，最佳工藝為水料比30:1、超聲時(shí)間30 min、超聲功率230 W；通過離子交換柱層析和凝膠柱層析成功分離出裂褶菌胞外多糖組分NSPG-1，此多糖為β型吡喃糖，分子量為1.05×106Da，并具有較好的抗氧化性和抑菌性。

裂褶菌是一種珍稀食用菌，然而較低的產(chǎn)量和高昂的價(jià)格，限制了其開發(fā)利用。多糖是裂褶菌主要的活性物質(zhì)，本研究在工藝最適條件下，裂褶菌胞內(nèi)粗多糖得率達(dá)到了18.14%，遠(yuǎn)大于子實(shí)體多糖[41]得率，說明通過液體發(fā)酵產(chǎn)生菌絲體，利用菌絲體提取多糖是裂褶菌多糖開發(fā)利用的有效方式，此方式具有生產(chǎn)周期短、不受季節(jié)和地域的限制、成本低等優(yōu)勢，適于裂褶菌工廠化開發(fā)利用。然而，不同的發(fā)酵條件對多糖產(chǎn)率影響較大[9]，故發(fā)酵條件優(yōu)化也今后裂褶菌多糖研究的重要方向。裂褶菌胞內(nèi)多糖NSPG-1組分具有較好的抗氧化性和抑菌性，可以應(yīng)用于食品、化妝品等領(lǐng)域，具有一定的開發(fā)價(jià)值。本文僅對裂褶菌胞內(nèi)多糖中含量最高組分的部分性質(zhì)進(jìn)行了研究，今后還需對NSPG-1多糖的單糖組分、抗腫瘤提高免疫性等生物學(xué)性質(zhì)、化學(xué)改性等以及其他三種多糖開展進(jìn)一步研究。