提取方式對(duì)茶樹(shù)菇菌糠多糖提取效率及生物學(xué)活性的影響

趙澤文 馬雅靜 潘起濤 楊政寧 劉 璇 程 新

(江西農(nóng)業(yè)大學(xué)生物科學(xué)與工程學(xué)院/江西省農(nóng)業(yè)微生物資源開(kāi)發(fā)與利用工程實(shí)驗(yàn)室，江西 南昌 330045)

菌糠是真菌收獲后的培養(yǎng)基剩余物，其內(nèi)含有大量菌絲體以及豐富的糖、蛋白等生物大分子，有研究表明，每生產(chǎn)1 kg 食用菌，會(huì)產(chǎn)生5 kg 菌糠[1]。當(dāng)前，隨著食用菌需求量的不斷增加，所產(chǎn)生的菌糠廢料也越來(lái)越多。傳統(tǒng)上菌糠處理的方法主要是簡(jiǎn)易堆置和燃燒[2]，不僅會(huì)對(duì)環(huán)境造成一定的污染，而且會(huì)造成資源的極大浪費(fèi)。因此，近年來(lái)，人們逐步開(kāi)始將食用菌菌糠應(yīng)用于堆肥生產(chǎn)[3]、動(dòng)物飼料加工[4－5]、土壤改良[6]、制備新型能源材料[7]、食用菌的二次栽培[8]等領(lǐng)域，并取得了一定的進(jìn)展。

目前，提取菌糠中的活性物質(zhì)并將其加以利用日益成為研究的熱點(diǎn)。菌糠多糖作為一種具有抗氧化[9－10]、免疫調(diào)節(jié)[11]的生物大分子物質(zhì)，其提取工藝優(yōu)化與應(yīng)用在近年來(lái)被廣泛研究。彭浩等[12]采用微波預(yù)處理，超聲波輔助提取法提取香菇多糖，優(yōu)化后多糖提取率可達(dá)7.16%，提取的多糖對(duì)1，1－二苯基－2－三硝基苯肼[1，1-diphenyl-2-picrylhydrazyl radical 2，2-diphenyl-1-(2，4，6-trinitrophenyl)hydrazyl，DPPH]自由基和羥基自由基具有良好的清除能力；He 等[13]采用熱堿浸提法從杏鮑菇菌糠提取的菌糠多糖，具有較強(qiáng)的2，2′－聯(lián)氮－雙－3－乙基苯并噻唑啉－6－磺酸( diammonium 2，2′-azino-bis-3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonate，ABTS)自由基清除能力；Zhu 等[14]采用濃硫酸法從冬蟲(chóng)夏草菌絲體中提取得到的新型硫酸多糖，表現(xiàn)出良好的抗氧化和抗腫瘤能力；Zeng 等[15]采用酸解法提取余甘子果肉多糖，所得多糖擁有良好的生物學(xué)活性，可用于免疫調(diào)節(jié)劑和自由基抑制劑。

茶樹(shù)菇是一種極具開(kāi)發(fā)潛力的珍稀食藥用菌，目前其栽培數(shù)量和產(chǎn)品市場(chǎng)占有率已超過(guò)香菇[16]，而大量茶樹(shù)菇菌糠的廢棄造成了嚴(yán)重的資源浪費(fèi)和環(huán)境污染。為了更好地提高茶樹(shù)菇菌糠的二次開(kāi)發(fā)利用，延伸食用菌產(chǎn)業(yè)鏈，本研究比較了熱水浸提、超聲浸提和稀酸水解3 種不同方式對(duì)茶樹(shù)菇菌糠多糖提取效率的影響，進(jìn)而測(cè)定了不同提取方式制備的菌糠多糖抗氧化能力差異及其對(duì)水稻種子萌發(fā)的影響，并研究了多糖對(duì)銅脅迫條件下水稻種子萌發(fā)及抗逆性的影響，以期為茶樹(shù)菇菌糠多糖在農(nóng)業(yè)中的應(yīng)用奠定基礎(chǔ)。

1 材料與方法

1.1 試驗(yàn)材料

茶樹(shù)菇菌糠由江西利康綠色農(nóng)業(yè)有限公司提供，菌糠為泥炭狀，顏色呈淺棕色，含水率41.07% ±2.72%，pH 值7.93±0.01，經(jīng)烘干、粉碎、過(guò)40 目篩后備用。

1.2 試驗(yàn)設(shè)計(jì)

1.2.1 茶樹(shù)菇菌糠多糖的提取 熱水浸提法:取10 g菌糠，以蒸餾水作為溶劑，進(jìn)行提取溫度、料液比和提取時(shí)間對(duì)多糖得率影響的單因素試驗(yàn)。在料液比1 ∶30 g·mL－1、提取時(shí)間3 h 條件下，提取溫度分別設(shè)為60、65、70、75、80、85、90、95℃；在提取溫度75℃、提取時(shí)間3 h 條件下，料液比分別設(shè)為1 ∶10、1 ∶15、1 ∶20、1 ∶25、1 ∶30、1 ∶35、1 ∶40、1 ∶45 g·mL－1；在提取溫度75℃、料液比1 ∶30 g·mL－1條件下，提取時(shí)間分別設(shè)為1.5、2.0、2.5、3.0、3.5、4.0、4.5 h。將多糖提取得到的浸提液于4 000 r·min－1離心10 min，取上清液測(cè)量其多糖濃度，計(jì)算菌糠粗多糖的提取率。

超聲浸提法:取10 g 菌糠，以蒸餾水作為溶劑，進(jìn)行提取溫度、料液比和提取時(shí)間對(duì)多糖得率影響的單因素試驗(yàn)。在料液比1 ∶30 g·mL－1、提取時(shí)間20 min條件下，提取溫度分別設(shè)為30、40、50、60、70、80℃；在提取溫度50℃、提取時(shí)間20 min 條件下，料液比分別設(shè)為1 ∶10、1 ∶15、1 ∶20、1 ∶25、1 ∶30、1 ∶35、1 ∶40 g·mL－1；在提取溫度50℃、料液比1 ∶30 g·mL－1條件下，提取時(shí)間分別設(shè)為5、10、15、20、25、30、35、40 min。將多糖提取得到的浸提液于4 000 r·min－1離心10 min，取上清液測(cè)量其多糖濃度，計(jì)算菌糠粗多糖的提取率。

稀酸水解法:取10 g 菌糠，以稀硫酸溶液作為溶劑，進(jìn)行硫酸濃度、提取時(shí)間、料液比和提取溫度對(duì)多糖得率影響的單因素試驗(yàn)。在提取時(shí)間60 min、料液比1 ∶30 g·mL－1、溫度121℃條件下，硫酸濃度分別設(shè)為0、2%、4%、6%、8%、10%；在硫酸濃度2%、料液比1∶30 g·mL－1、 提取溫度121℃條件下，提取時(shí)間分別設(shè)為20、40、60、80、100、120 min；在硫酸濃度2%、提取時(shí)間60 min、提取溫度121℃條件下，料液比分別設(shè)為1 ∶15、1 ∶20、1 ∶25、1 ∶30、1 ∶35、1 ∶40 g·mL－1；在硫酸濃度2%、提取時(shí)間60 min、料液比1 ∶30 g·mL－1條件下，提取溫度分別設(shè)為111、116、121、126℃。將多糖提取得到的浸提液于4 000 r·min－1離心10 min，取上清液測(cè)量其多糖濃度，計(jì)算菌糠粗多糖的提取率。

浸提液經(jīng)活性炭吸附脫色、濃縮、加3 倍95%乙醇于4℃冷藏12 h 后，離心取沉淀烘干即為粗多糖。

1.2.2 抗氧化能力和生物學(xué)活性試驗(yàn) 消毒后的種子用蒸餾水浸泡24 h，挑選顆粒飽滿的種子鋪在含兩層濾紙的平皿上，每皿30 粒，設(shè)置3 個(gè)重復(fù)，用不同質(zhì)量濃度的茶樹(shù)菇菌糠多糖溶液(1、10、100、1 000、2 000 mg·L－1)培養(yǎng)，以蒸餾水培養(yǎng)為對(duì)照組(CK)。培養(yǎng)皿放置于28℃培養(yǎng)箱進(jìn)行黑暗處理，每2 d 換1 次培養(yǎng)液，培養(yǎng)至第8 天收集測(cè)定水稻種子萌發(fā)情況，研究不同提取方法制備的多糖對(duì)水稻種子萌發(fā)的影響。

將浸泡消毒后的水稻種子分別放入不同質(zhì)量濃度的茶樹(shù)菇菌糠多糖溶液(0、1、10、100、1 000、2 000 mg·L－1) 中，于室溫下浸種24 h，挑選顆粒飽滿的種子鋪在含兩層濾紙的平皿上，每皿30 粒，設(shè)置3 個(gè)重復(fù)，加入CuSO4使銅離子終濃度為6 mg·L－1，以無(wú)脅迫無(wú)多糖處理為對(duì)照組(CK)。培養(yǎng)皿放置于28℃培養(yǎng)箱進(jìn)行黑暗處理，每2 d 換1 次培養(yǎng)液，培養(yǎng)到第8 天收集檢測(cè)，研究茶樹(shù)菇菌糠多糖在銅離子脅迫條件下對(duì)水稻種子的誘導(dǎo)抗逆活性。

1.3 測(cè)定項(xiàng)目與方法

1.3.1 多糖含量測(cè)定 采用硫酸苯酚法[17]測(cè)定浸提液中的多糖含量，根據(jù)公式計(jì)算粗多糖提取率:

式中，C為根據(jù)標(biāo)準(zhǔn)曲線得出的多糖濃度，g·mL－1；V為浸提液體積，mL；M為茶樹(shù)菇菌糠質(zhì)量，g。

1.3.2 抗氧化活性測(cè)定

1.3.2.1 DPPH 自由基清除能力的測(cè)定 參考文獻(xiàn)[18]，分別取2 mL 不同質(zhì)量濃度(0.1、0.25、0.5、1、2、3、4、5 mg·mL－1)的菌糠多糖溶液，加入2 mL 0.1 mmol DPPH 溶液(無(wú)水乙醇配制)，混勻后置于暗處，室溫反應(yīng)30 min，于517 nm 波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度值A(chǔ)1；以2 mL 無(wú)水乙醇代替DPPH 溶液為對(duì)照組，于517 nm 波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度值A(chǔ)2；以2 mL 蒸餾水代替多糖溶液為空白組，于517 nm 波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度值A(chǔ)0。以相同質(zhì)量濃度的Vc 水溶液作試驗(yàn)對(duì)照，每個(gè)濃度樣品溶液做3 次平行試驗(yàn)。根據(jù)公式計(jì)算DPPH 自由基清除率:

1.3.2.2 ABTS 自由基清除能力的測(cè)定 參考文獻(xiàn)[19]，取5 mL 7 mmol·L－1ABTS 溶液與5 mL 2.45 mmol·L－1過(guò)硫酸鉀溶液混合，在室溫避光條件下靜置過(guò)夜，將混合液用磷酸緩沖液(pH 值6.6)稀釋至波長(zhǎng)734 nm 處吸光度值為0.7±0.10，即為ABTS 測(cè)定液。分別取0.2 mL 不同質(zhì)量濃度(0.1、0.25、0.5、1、2、3、4、5 mg·mL－1) 的菌糠多糖溶液，加入2 mL ABTS 測(cè)定液，充分搖勻后放置6 min，于734 nm 波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度值A(chǔ)1；以2 mL 磷酸緩沖液(pH 值6.6)代替ABTS測(cè)定液為對(duì)照組，于734 nm 波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度值A(chǔ)2；以0.2 mL 蒸餾水代替多糖溶液為空白組，于734 nm波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度值A(chǔ)0。以相同質(zhì)量濃度的Vc 水溶液作試驗(yàn)對(duì)照，每個(gè)濃度樣品溶液做3 次平行試驗(yàn)。根據(jù)公式計(jì)算ABTS 自由基清除率:

1.3.2.3 羥基自由基清除能力的測(cè)定 參考文獻(xiàn)[20]，分別取1 mL 不同質(zhì)量濃度(0.1、0.25、0.5、1、2、3、4、5 mg·mL－1)的菌糠多糖溶液，一次加入9 mmol·L－1硫酸亞鐵溶液和0.03%(v/v)過(guò)氧化氫溶液各1 mL，搖勻靜置10 min，再加入1 mL 的9 mmol·L－1水楊酸，將反應(yīng)體系于37℃恒溫水浴30 min 后，于510 nm 波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度值A(chǔ)1；以1 mL 無(wú)水乙醇代替水楊酸溶液為對(duì)照組，于510 nm 波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度值A(chǔ)2；以1 mL 蒸餾水代替多糖溶液為空白組，于510 nm 波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度值A(chǔ)0。以相同質(zhì)量濃度的Vc水溶液作試驗(yàn)對(duì)照，每個(gè)濃度樣品溶液做3 次平行試驗(yàn)。根據(jù)公式計(jì)算羥基自由基清除率:

1.3.2.4 還原力的測(cè)定 參考文獻(xiàn)[21]，取1 mL 不同質(zhì)量濃度的菌糠多糖溶液(0.1、0.25、0.5、1、2、3、4、5 mg·mL－1)，加入2.5 mL 磷酸緩沖液(pH 值6.6)和2.5 mL 1%(w/v)鐵氰化鉀溶液，充分搖勻，50℃水浴反應(yīng)20 min 后，加入2.5 mL 10%(v/v)三氯乙酸，5 000 r·min－1離心10 min，吸取2.5 mL 上清液加入2.5 mL 蒸餾水和0.5 mL 0.1%(v/v)三氯化鐵溶液，充分搖勻，室溫反應(yīng)10 min，以700 nm 波長(zhǎng)處測(cè)定的吸光度值表示多糖的還原力。以相同質(zhì)量濃度的Vc 水溶液作試驗(yàn)對(duì)照，每個(gè)濃度樣品溶液做3 次平行試驗(yàn)。

1.3.3 水稻種子萌發(fā)測(cè)定 水稻種子培養(yǎng)時(shí)期每天記錄水稻種子萌發(fā)數(shù)量，第3 天統(tǒng)計(jì)種子發(fā)芽勢(shì)，第8天統(tǒng)計(jì)種子發(fā)芽率并測(cè)定水稻幼苗的根長(zhǎng)和芽長(zhǎng)。根據(jù)公式計(jì)算發(fā)芽勢(shì)和發(fā)芽率:

1.4 數(shù)據(jù)處理

采用Origin 8.5、DPS 7.5 軟件進(jìn)行統(tǒng)計(jì)分析和差異顯著性檢驗(yàn)，對(duì)不同處理的數(shù)據(jù)進(jìn)行單因素方差分析和Duncan 多重比較。表中數(shù)均為平均值±標(biāo)準(zhǔn)差。

2 結(jié)果與分析

2.1 提取工藝對(duì)菌糠多糖提取效率的影響

2.1.1 熱水浸提法 通過(guò)提取溫度、料液比、浸提時(shí)間3 個(gè)單因素試驗(yàn)優(yōu)化熱水浸提法提取菌糠多糖工藝，結(jié)果如圖1 所示。在料液比1 ∶30 g·mL－1、提取時(shí)間3 h 條件下，提取溫度60～75℃范圍內(nèi)多糖提取率變化不顯著，75～90℃范圍內(nèi)隨著溫度的上升多糖提取率顯著增加(P<0.05)，但提取溫度高于90℃時(shí)多糖提取率下降；在提取溫度75℃、提取時(shí)間3 h 條件下，隨著料液比由1 ∶10 g·mL－1稀釋至1 ∶25 g·mL－1，多糖提取率顯著上升(P<0.05)，但在超過(guò)1 ∶25 g·mL－1后，多糖提取率顯著下降；在提取溫度75℃、料液比1 ∶30 g·mL－1條件下，隨著提取時(shí)間的延長(zhǎng)，多糖提取率先上升后降低。綜合各單因素試驗(yàn)結(jié)果得到熱水浸提法提取菌糠多糖的最佳組合為:溫度90℃、料液比1 ∶25 g·mL－1、浸提時(shí)間3.5 h，在此條件下，菌糠多糖的提取率最高，達(dá)4.36%。

2.1.2 超聲浸提法 通過(guò)提取溫度、料液比、超聲時(shí)間3 個(gè)單因素試驗(yàn)優(yōu)化超聲浸提法提取菌糠多糖工藝，結(jié)果如圖2 所示。在料液比1 ∶30 g·mL－1、提取時(shí)間20 min 條件下，提取溫度30～60℃范圍內(nèi)隨著溫度的上升多糖提取率呈顯著增加趨勢(shì)(P<0.05)，但提取溫度高于60℃時(shí)多糖提取率顯著降低(P<0.05)；在提取溫度50℃、提取時(shí)間20 min 條件下，隨著液料比由1 ∶10 g·mL－1稀釋至1 ∶25 g·mL－1，多糖提取率顯著增加(P<0.05)，料液比1 ∶25 與1 ∶30 g·mL－1之間無(wú)顯著差異，但料液比低于1 ∶30 g·mL－1時(shí)，多糖提取率開(kāi)始下降；在提取溫度50℃、料液比1 ∶30 g·mL－1條件下，隨著提取時(shí)間的延長(zhǎng)，多糖提取率先上升后降低。綜合各單因素試驗(yàn)結(jié)果得到超聲浸提法提取菌糠多糖的最佳組合為:溫度60℃、料液比1 ∶25 g·mL－1、超聲時(shí)間25 min，在此條件下，菌糠多糖的提取率最高，達(dá)2.11%。

2.1.3 稀酸水解法 通過(guò)硫酸濃度、提取時(shí)間、料液比、提取溫度4 個(gè)單因素試驗(yàn)優(yōu)化稀酸水解法提取菌糠多糖工藝，結(jié)果如圖3 所示。在提取時(shí)間60 min、料液比1 ∶30 g·mL－1、溫度121℃條件下，隨著硫酸濃度的增加，多糖提取率先增加后降低，但在2%～8%范圍內(nèi)差異較小；在硫酸濃度2%、料液比1 ∶30 g·mL－1、提取溫度121℃條件下，在提取時(shí)間20～60 min 范圍內(nèi)隨提取時(shí)間延長(zhǎng)多糖提取率顯著增加(P<0.05)，但提取時(shí)間超過(guò)80 min 后基本不變；在硫酸濃度2%、提取時(shí)間60 min、提取溫度121℃條件下，多糖提取率隨著料液比的增加無(wú)明顯變化規(guī)律；在硫酸濃度2%、提取時(shí)間60 min、料液比1 ∶30 g·mL－1條件下，隨著提取溫度的升高多糖提取率先顯著增加后顯著降低(P<0.05)。從經(jīng)濟(jì)學(xué)角度考慮選擇2%為最佳硫酸濃度，1 ∶25 g·mL－1為最佳料液比，綜合各單因素試驗(yàn)結(jié)果得到稀酸水解法提取菌糠多糖的最佳組合為:硫酸濃度2%、提取時(shí)間60 min、料液比1 ∶25 g·mL－1、提取溫度121℃，在此條件下，菌糠多糖的提取率最高，可達(dá)29.29%。

2.2 菌糠多糖的抗氧化能力比較

本試驗(yàn)以Vc 為陽(yáng)性對(duì)照，分別研究了3 種不同提取方式多糖對(duì)DPPH 自由基、ABTS 自由基和羥基自由基的清除能力，以及還原力，從而評(píng)價(jià)茶樹(shù)菇菌糠多糖的抗氧化活性，結(jié)果如圖4 所示。隨著熱水浸提多糖濃度的增加，其清除DPPH 自由基能力先升高后降低，而超聲浸提多糖的DPPH 自由基清除能力則與其濃度呈明顯的正相關(guān)，稀酸水解多糖的DPPH 自由基清除能力總體隨著濃度的增加呈升高趨勢(shì)，但在濃度為5 mg·mL－1時(shí)略有下降。相同濃度下，3 種多糖及Vc 清除DPPH 自由基能力均呈現(xiàn)極顯著的差異(P<0.01)。當(dāng)稀酸水解多糖濃度為4 mg·mL－1時(shí)，其DPPH 自由基清除率可達(dá)最高(83.6%)，極顯著高于其他2 種提取多糖(P<0.01)。隨著多糖濃度的增加，3 種提取多糖的ABTS 自由基清除能力均呈上升趨勢(shì)，且當(dāng)熱水浸提多糖和稀酸水解多糖濃度達(dá)到2 mg·mL－1、 超聲浸提多糖濃度達(dá)到5 mg·mL－1后，ABTS 自由基清除率達(dá)到100%，清除能力總體表現(xiàn)為熱水浸提多糖>稀酸水解多糖>超聲浸提多糖。當(dāng)多糖濃度為0.25～2 mg·mL－1時(shí)，熱水浸提多糖和稀酸水解的清除能力較為接近，但極顯著高于超聲提取多糖(P<0.01)。隨著多糖濃度的增加，3 種提取多糖的羥基自由基清除能力總體均呈上升趨勢(shì)，但均極顯著低于Vc(P<0.01)。隨著多糖濃度的增加，3 種提取多糖的還原力(OD700)均呈上升趨勢(shì)，表現(xiàn)為稀酸水解多糖>熱水浸提多糖>超聲浸提多糖，且當(dāng)濃度高于1 mg·mL－1時(shí)，3 種提取多糖間的還原力差異極顯著(P<0.01)，但均低于Vc。綜上可知，本研究所制備的3種茶樹(shù)菇菌糠多糖均有良好的抗氧化活性，其中熱水浸提多糖具有較好的ABTS 自由基和羥基自由基清除能力，稀酸水解多糖具有較好的DPPH 自由基清除能力和還原力。

2.3 菌糠多糖的生物學(xué)活性差異

2.3.1 不同提取方法的多糖對(duì)水稻種子萌發(fā)的影響由表1 和圖5 可知，與CK 相比，添加不同提取方式制備的茶樹(shù)菇菌糠多糖對(duì)水稻種子發(fā)芽率和發(fā)芽勢(shì)無(wú)明顯影響，但適宜濃度的多糖可顯著促進(jìn)水稻根的生長(zhǎng)，同時(shí)對(duì)芽的生長(zhǎng)也存在一定的影響。隨著熱水浸提多糖和超聲浸提多糖濃度的增加，水稻種子的根長(zhǎng)也隨之增加，分別較CK 增加4.06% ～ 32.50%和7.47%～47.71%；而較低濃度(1～10 mg·L－1)的稀酸水解多糖對(duì)水稻種子根長(zhǎng)無(wú)明顯促進(jìn)用，當(dāng)稀酸水解多糖濃度達(dá)到100 mg·L－1后，水稻種子的根長(zhǎng)均顯著高于CK，但隨著多糖濃度的增加先增加后降低。

表1 不同提取方式茶樹(shù)菇菌糠多糖對(duì)水稻種子萌發(fā)的影響Table 1 Effects of different extraction methods of Agrocybe cylindracea spent mushroom substrate polysaccharide on seed germination of rice

2.3.2 不同提取方法多糖對(duì)銅離子脅迫下水稻種子萌發(fā)的影響 在銅離子存在的條件下，水稻種子的萌發(fā)過(guò)程會(huì)受到抑制，而加入不同提取方式制備的茶樹(shù)菇菌糠多糖對(duì)這一過(guò)程有明顯的促進(jìn)作用。由表2 和圖6 可以看出，在銅離子脅迫條件下，水稻種子的發(fā)芽勢(shì)、發(fā)芽率、根長(zhǎng)較空白對(duì)照顯著降低；而添加不同提取方式制備的茶樹(shù)菇菌糠多糖對(duì)銅離子脅迫下水稻種子萌發(fā)的發(fā)芽勢(shì)和發(fā)芽率有不同程度的緩解作用，其中對(duì)根長(zhǎng)促進(jìn)效果顯著，但對(duì)芽長(zhǎng)無(wú)明顯促進(jìn)作用。在熱水浸提多糖和稀酸水解多糖的作用下，隨著多糖濃度的增加，水稻種子的根長(zhǎng)先增加后降低，但都顯著高于單一銅離子脅迫處理組，較銅離子脅迫下根長(zhǎng)分別增加8.47%～84.27%和24.19%～114.11%；在超聲浸提多糖的作用下，低濃度多糖對(duì)銅脅迫下水稻種子萌發(fā)沒(méi)有緩解作用，但當(dāng)多糖濃度達(dá)10 mg·L－1時(shí)，隨著多糖濃度的增加水稻種子的根長(zhǎng)也隨之增長(zhǎng)，較銅離子脅迫下根長(zhǎng)增加56.45%～104.84%。

表2 不同提取方式茶樹(shù)菇菌糠多糖對(duì)銅離子脅迫下水稻種子萌發(fā)的影響Table 2 Effects of different extraction methods of Agrocybe cylindracea spent mushroom substrate polysaccharide on seed germination of rice under copper ion stress

3 討論

從廢棄菌糠中提取多糖等有效物質(zhì)是提升菌糠附加值的有效方式，但提取效率會(huì)直接影響其工業(yè)化生產(chǎn)潛力。有研究表明，提取方式的差異可能影響不同來(lái)源多糖的提取效率、多糖結(jié)構(gòu)、物質(zhì)組成和含量、生物活性等[22－23]，而現(xiàn)有研究大多聚焦于不同提取方式對(duì)多糖提取率變化的影響，對(duì)其生物學(xué)活性差異的研究尚鮮見(jiàn)[24－25]。本研究結(jié)果表明，試驗(yàn)所用3 種提取方式的多糖提取率各不相同，同時(shí)不同方式制備的菌糠多糖在生物學(xué)活性上也有較大的差異，其中熱水浸提多糖具有較好的ABTS 自由基和羥基自由基清除能力，稀酸水解多糖具有較好的DPPH 自由基清除能力和還原力，這與前人的報(bào)道也是一致的[26－27]。另外，盡管3 種方式所提取的多糖均可以較好地提高水稻種子萌發(fā)，誘導(dǎo)水稻種子對(duì)銅離子的抗逆性，但在其誘導(dǎo)效果上依然存在一定的差異，說(shuō)明多糖的生物學(xué)活性會(huì)受到提取方式的影響，因此在生產(chǎn)實(shí)踐中，除了要關(guān)注提取率之外，如何有效的保持多糖類(lèi)產(chǎn)品的活性也是一個(gè)非常重要的問(wèn)題。

熱水浸提法具有操作簡(jiǎn)便、對(duì)多糖等生物大分子物質(zhì)破壞較小等優(yōu)勢(shì)，目前已被廣泛應(yīng)用于不同菌糠多糖的提取[28]，但這種方式的提取效率較低，因此采用超聲、微波、酶解等輔助方式來(lái)提高提取過(guò)程的效率，是近年來(lái)常用的技術(shù)[29]。但在本研究中，采用超聲輔助法后菌糠多糖的提取效率并未得到有效提升，反而較比熱水浸提法有了一定程度的下降，造成這一現(xiàn)象的機(jī)理尚不清楚。同時(shí)，采用稀酸提取法可以大幅度提高菌糠多糖的提取效率，但研究表明，這種提取方式會(huì)產(chǎn)生大量的有色雜質(zhì)，對(duì)后期的純化等環(huán)節(jié)帶來(lái)不利影響，而這一過(guò)程可能與酸堿類(lèi)物質(zhì)會(huì)對(duì)多糖分子有一定的降解作用有關(guān)[30]，因此不適合于需要對(duì)多糖進(jìn)行精制的生產(chǎn)過(guò)程。

4 結(jié)論

本研究結(jié)果表明，提取方式對(duì)茶樹(shù)菇菌糠多糖的提取率、抗氧化活性及生物學(xué)活性均有較大的影響。稀酸水解法的多糖提取率最高可達(dá)29.29%，分別是熱水浸提和超聲浸提的6.72 和13.88 倍；3 種提取方式制備的多糖均有一定的體外抗氧化活性，其中熱水浸提法制備的多糖具有較好的ABTS 自由基和羥基自由基清除能力，而稀酸水解法制備的多糖具有較好的DPPH 自由基清除能力和還原力；3 種多糖均能有效促進(jìn)水稻種子的萌發(fā)以及誘導(dǎo)水稻種子產(chǎn)生抗逆性，促進(jìn)水稻根系的生長(zhǎng)，但不同提取方式的多糖對(duì)水稻不同部位的促進(jìn)發(fā)育效果各不相同，可能是不同提取方式的多糖具有不同的結(jié)構(gòu)和組分造成的，后續(xù)還需進(jìn)一步試驗(yàn)來(lái)驗(yàn)證。