楊青山,吳樹金,施松波,毛新展, 郭士方,陳志信,臺會平
(甘肅省人民醫(yī)院1. 骨科、2. 藥劑科,甘肅 蘭州 730000;3. 中南大學湘雅二醫(yī)院骨科,湖南 長沙 410011)
骨性關節(jié)炎(osteoarthritis, OA)是一種隨年齡增長而發(fā)病率明顯增加的慢性關節(jié)疾病, 病因及機制復雜,迄今仍未闡明。糖基化終末產物(advanced glycation end products,AGEs)是體內蛋白質及脂類與葡萄糖或其他還原單糖發(fā)生非酶糖化反應生成的穩(wěn)定共價化合物,它在關節(jié)軟骨內大量產生與積聚是導致OA病變的重要原因之一[1]。我們前期的研究發(fā)現(xiàn),AGEs 能誘導軟骨細胞過氧化物酶體增殖物激活受體-γ(peroxisome proliferators-activated receptor-γ,PPARγ)的表達下調,并在OA 病變中起重要作用[2]。PPARγ的重要作用之一為可以通過其輔助活化因子-1α(peroxisome proliferator activated receptor gamma coactivator-1 alpha,PGC-1α),調控線粒體功能[3],進而抑制細胞凋亡。
姜黃素(curcumin)是從姜科姜黃屬植物姜黃中提取的一種黃色酸性酚類物質,是姜黃發(fā)揮藥理作用的活性成分。姜黃素具有抗氧化、抗腫瘤、抗炎等多種藥理作用[4-6],同時近年研究發(fā)現(xiàn)其可以有效上調PPARγ,被認為是PPARγ的天然配體[7]。姜黃素基于PPARγ的作用靶點是否對AGEs誘導的軟骨細胞損傷具有保護作用尚不清楚。因此,本研究將直接使用外源性AGEs以排除其他因素的影響,在體外培養(yǎng)的家兔軟骨細胞上,探討AGEs誘導軟骨細胞凋亡是否與PPARγ下調/線粒體功能損傷有關,同時觀察姜黃素是否基于上調PPARγ而發(fā)揮保護作用。
1.1材料
1.1.1實驗動物 普通級健康家兔(5周齡)由蘭州大學動物實驗中心提供。本研究中動物實驗遵循的所有程序均符合國家及甘肅省人民醫(yī)院制訂的有關實驗動物的規(guī)則和制度。
1.1.2試劑 環(huán)孢霉素A (cyclosporine A,CsA)、PPARγ抗體購自Calbiochem (La Jolla, CA, USA);姜黃素(批號C1386)、PPARγ特異性抑制劑GW9662(批號70785)、吡格列酮 (批號P4120),均購自Sigma公司;PPARγ活性檢測試劑盒購自Santa Cruz Biotechnology公司;ATP檢測試劑盒、TUNEL、Rhodamine-123、caspase-3活性檢測試劑盒,均購自碧云天生物技術公司;其余試劑均為化學分析純。
1.1.3儀器 LS-50B型熒光分光光度計(日本Shimadu公司);IX-70型熒光顯微鏡(日本Olympus公司);CO2細胞培養(yǎng)箱(美國SHEL-LAB公司);Model 3.9 EL酶標儀(Bio-Rad公司)。
1.2AGEs的體外制備配制0.2 mol·L-1磷酸鹽緩沖液(PBS),然后將BSA(10 g·L-1)、D-羥乙醛(0.1 mol·L-1)、青鏈霉素(100 kU·L-1)分別溶于上述PBS中,充分搖勻,pH調至7.4,室溫下放置24 h;用0.22 μm針頭濾器過濾,滅菌、封口,置37℃恒溫箱避光孵育7 d后取出,再轉移至4 ℃冰箱無菌保存?zhèn)溆?。使用前,將制備的AGEs裝入透析袋,放入pH 7.4的無菌PBS透析液中,透析48 h,中途更換PBS液3~4次,除去未結合的D-羥乙醛,再次用0.22 μm針頭濾器過濾。取制備的樣品用熒光分光光度計鑒定,在激發(fā)波長370 nm,發(fā)射波長440 nm處釋放熒光。
1.3兔軟骨細胞體外培養(yǎng)將家兔麻醉后,在無菌條件下迅速取膝關節(jié)和髖關節(jié)處軟骨,用無菌PBS沖洗2~3遍后,將其剪成1~3 mm3碎塊,將所制軟骨碎塊轉移至25 mL無菌培養(yǎng)瓶內,加10 mL 0.2%的胰蛋白酶后,置37℃ CO2培養(yǎng)箱孵育,每隔15 min振蕩1次,45 min后取出,將胰蛋白酶棄去,加入10 mL 0.2% Ⅱ型膠原酶,置于37℃ CO2培養(yǎng)箱孵育,每隔15 min振蕩1次,90 min后收集消化液,重復用0.2% Ⅱ型膠原酶直至所取軟骨碎片全部消化,最后收集的消化液用200目紗網(wǎng)過濾去除雜質,1 000 r·min-1離心10 min, 將下層的細胞層用配制好的DMEM培基稀釋后,按照2×105密度接種于培養(yǎng)瓶內,并加入15% 的FBS。3~5 d細胞貼壁后,更換培養(yǎng)基,繼續(xù)培養(yǎng)至細胞80%融合后,開始鑒定并傳代,僅采用1~4代細胞用于實驗。
1.4細胞凋亡檢測將細胞種植蓋玻片后,置于6孔板內,細胞培養(yǎng)過夜;刺激細胞發(fā)生凋亡后,吸盡培養(yǎng)液,在樣品中加100 μL TUNEL檢測液,37℃避光孵育60 min后,PBS洗滌3次;用抗熒光淬滅封片液封片后熒光顯微鏡下觀察,激發(fā)波長為450 nm,發(fā)射波長為550 nm。
1.5ATP生成檢測細胞處理后吸除培養(yǎng)液,按6孔板每孔加200 μL比例加入裂解液,裂解后4℃ 12 000×g離心10 min,收集上清,BCA測定蛋白濃度。把ATP標準溶液用ATP檢測裂解液稀釋成適當?shù)臐舛忍荻葌溆?;按?6孔板每孔100 μL的體積配制適當量的ATP檢測液,每孔加入100 μL的ATP檢測液,室溫放置5 min,消耗掉本底ATP;每孔加入50 μL的標準品,輕輕搖晃均勻,立即在酶標儀檢測。
1.6線粒體跨膜電位(△Ψm)檢測將處理后細胞PBS漂洗2次,150 μL PBS重懸細胞,20 μL Rhodamine 123避光染色,37℃避光孵育30 min,熒光分光光度計激發(fā)波長507 nm,散發(fā)波長529 nm檢測。
1.7caspase-3活性檢測吸取細胞培養(yǎng)液,用胰酶消化貼壁細胞,并收集至備用的細胞培養(yǎng)液中,600×g4℃離心5 min收集細胞,小心吸除上清,PBS洗滌1次,吸盡上清后,按照每2×106個細胞加入100 μL裂解液的比例加入裂解液,重懸沉淀,冰浴裂解15 min,4℃、20 000×g離心10~15 min后,放入試劑盒檢測體系中檢測。
1.8Real-timePCR采用TRIzol 法提取總RNA,取總RNA 5 μL,olig(dT)1 μL ,加DEPC水至12 μL,混勻,4 000 r·min-1離心5 s, 70℃孵育5 min后,于冰上冷卻5 min,再加入5×Buffer 4 μL,10 mmol·L-1dNTP 2 μL, 40 U/μL RNase Inhibitor 1 μL, 加DEPC水處理到19 μL混勻,4 000 r·min-1離心5 s,37℃反應5 min,冰上驟冷5 min, 加入逆轉錄酶1 μL,總反應體系20 μL混勻,4 000 r·min-1離心5 s,之后于42℃反應60 min,72℃反應10 min,冰上驟冷結束反應。逆轉錄產物可以繼續(xù)進行PCR擴增。取PCR產物5 μL,經1.5%瓊脂糖凝膠電泳,EB染色后攝片,用Imagemaster VDS圖像分析軟件測定產物條帶的積分光密度值。PPARγ 上游引物:5′-AGGAGCAGAGCAAAGAGGTGGC-3′,下游引物:5′-TGTGAGGACTCAGGGTGGTTCA-3′。 GAPDH上游引物:5′-TCGACAGTCAGCCGCATCTTCTTT-3′,下游引物:5′-ACCAAATCCGTTGACTCCGACCTT-3′。
1.9PPARγ活性檢測采用基于ELISA 的DNA-binding 檢測試劑盒檢測PPARγ 活性。取10 μg核蛋白,加入事先包被有PPARγ特異性雙鏈DNA結合位點的96孔板上,4℃孵育過夜。結合的PPARγ經特異的PPARγ標記顯色后檢測。
1.10Westernblot提取總蛋白,并用牛血清白蛋白標準曲線調整為一致濃度后,溶解在10 g·L-1十二烷基硫酸鈉(SDS)中,每份樣品取8 μL進行SDS聚丙烯酰胺凝膠電泳,并轉移至PVDF膜上,5%的脫脂奶粉室溫封閉1 h。倒掉封閉液,用5%的脫脂奶粉按比例稀釋一抗,將膜置于一抗孵育液中,4℃搖動(20~30次/min)過夜,用TBST洗膜3次,每次5 min。用5%的脫脂奶粉按一定比例稀釋二抗,將膜置于二抗孵育液中,室溫孵育1 h(20~30次/min),用TBST洗膜4次,每次5 min。用ODYSSEY Fc imaging system顯色,拍照。數(shù)據(jù)用樣品與β-actin的比值表示。
Cur: Curcumin; Pio: Pioglitazone; CsA: Cyclosporine A.*P<0.05vscontrol;ΔP<0.05vsAGEs;#P<0.05vsAGEs+Curcumin;▲P<0.05vsAGEs+ Pioglitazone
2.1AGEs對家兔軟骨細胞凋亡的影響及姜黃素的作用如Fig 1所示,AGEs (200 mg·L-1)孵育48 h后,可以明顯誘導兔軟骨細胞的凋亡;線粒體通透性轉換孔的抑制劑CsA(100 nmol·L-1)同樣可以明顯抑制AGEs誘導的細胞凋亡(P<0.05)。同時,PPARγ特異性激動劑吡格列酮(50 μmol·L-1)及50 μmol·L-1姜黃素均可以明顯抑制AGEs誘導的軟骨細胞凋亡;50 μmol·L-1姜黃素單獨處理組對軟骨細胞未見明顯代謝及功能影響[11],而給予PPARγ 特異性拮抗劑GW9662 10 μmol·L-1預處理后,可以明顯拮抗姜黃素及吡格列酮對AGEs誘導軟骨細胞凋亡的保護作用。
2.2AGEs對家兔軟骨細胞線粒體功能的影響及姜黃素的作用如Fig 2所示,AGEs(200 mg·L-1)誘導軟骨細胞線粒體△Ψm及ATP合成明顯降低,姜黃素50 μmol·L-1及吡格列酮 50 μmol·L-1均可明顯抑制AGEs的損傷作用。GW9662 10 μmol·L-1預處理后,可以明顯拮抗姜黃素及吡格列酮對AGEs誘導的軟骨細胞線粒體△Ψm及ATP合成下降的保護作用。
Fig 2 Effect of curcumin on AGEs-induced mitochondrialfunction of chondrocytes (±s, n=8)
A: Effect of curcumin on AGEs-induced mitochondrial membrane potential ( △Ψm); B: Effect of curcumin on AGEs-induced mitochondrial ATP production.*P<0.05vscontrol;△P<0.05vsAGEs;#P<0.05vsAGEs+Curcumin;▲P<0.05vsAGEs+Pioglitazone
Fig 3 Effect of curcumin on AGEs-induced expression ofcytochrome C (A), Bax and Bcl-2 (B), caspase-3(C) (±s, n=8)
*P<0.05vscontrol;ΔP<0.05vsAGEs;#P<0.05vsAGEs+Curcumin;▲P<0.05vsAGEs+ Pioglitazone
Fig 4 Effect of curcumin on AGEs-induced activity and
A: PPARγ activity;B: PPARγ protein level; C: PPARγ mRNA assayed by real-time PCR.*P<0.05vscontrol;ΔP<0.05vsAGEs;#P<0.05vsAGEs+Curcumin.
2.3AGEs對家兔軟骨細胞細胞色素C、caspase-3、Bax、Bcl-2表達的影響如Fig 3所示,與正常對照相比,AGEs (200 mg·L-1)能夠明顯誘導細胞色素C、caspase-3、Bax/Bcl-2比值增加,而姜黃素50 μmol·L-1及吡格列酮 50 μmol·L-1均可明顯抑制AGEs的上述作用;GW9662 10 μmol·L-1預處理后,可以明顯拮抗姜黃素及吡格列酮對AGEs誘導的細胞色素C表達、caspase-3活性、Bax/Bcl-2增加的抑制作用。
2.4AGEs對家兔軟骨細胞PPARγ表達的影響及姜黃素的作用如Fig 4所示,AGEs (200 mg·L-1)可以明顯誘導軟骨細胞PPARγ活性降低,同時伴隨PPARγ的mRNA及蛋白表達降低;50 μmol·L-1的姜黃素可以明顯上調PPARγ活性、mRNA及蛋白表達,同時,GW9662 10 μmol·L-1預處理1 h后,可以明顯抑制姜黃素的作用。
本研究結果發(fā)現(xiàn),姜黃素可以明顯抑制AGEs誘導的軟骨細胞凋亡及線粒體功能損傷,并明顯上調AGEs誘導的PPARγ活性的降低,伴隨PPARγ相應的mRNA及蛋白水平的升高,給予PPARγ 特異性拮抗劑GW9662預處理后,可以明顯拮抗姜黃素的保護作用。該結果表明,基于上調PPARγ的作用靶點,姜黃素可明顯抑制AGEs誘導的軟骨細胞線粒體損傷,進而抑制AGEs誘導的軟骨細胞凋亡。
在本研究中,為了探討線粒體損傷在AGEs致OA病變中的作用,我們直接使用外源性AGEs以排除體內其他因素的影響,發(fā)現(xiàn)AGEs可以使得軟骨細胞線粒體ATP生成減少,跨膜電位(△Ψm )降低,同時caspase-3活性增加,細胞色素C釋放增加,Bax/Bcl-2的比值增加。這些結果提示AGEs可以誘導線粒體功能損傷,從而導致細胞色素C釋放, Bax/Bcl-2的比值增加,激活caspase細胞凋亡途徑, 誘導軟骨細胞凋亡, 促進OA的發(fā)生發(fā)展。進一步的研究結果顯示,PPARγ特異性激動劑吡格列酮可以明顯抑制AGEs誘導的軟骨細胞線粒體功能損傷,而預先給予PPARγ 特異性拮抗劑GW9662可以明顯拮抗吡格列酮的作用。該結果提示,PPARγ的下調可能為AGEs誘導的線粒體功能損傷的重要機制之一。關于PPARγ對線粒體功能的調節(jié)作用的機制可能主要與PPARγ上調PGC-1α有關。PGC-1α與其下游的目標基因核呼吸因子-1(nuclear respiratory factor 1,NRF-1)結合后可以調控線粒體轉錄,呼吸基因的調節(jié),另外,還可以通過誘導線粒體脂肪酸和亞鐵血紅素生物合成途徑,提高線粒體的氧化功能[3, 8]。關于AGEs下調PPARγ 后,是否通過PGC-1α途徑誘導線粒體功能損傷,尚需進一步實驗證實。
為了進一步驗證基于PPARγ靶點的保護藥物是否對AGEs誘導的線粒體功能損傷具有保護作用,我們觀察了姜黃素對AGEs誘導軟骨細胞凋亡的作用。姜黃素已在多種細胞上被證實可以明顯上調PPARγ。文獻報道,在阿爾茨海默病大鼠模型中,姜黃素通過上調PPARγ明顯抑制β-淀粉樣蛋白誘導的神經炎癥[9];Li等[10]研究表明,姜黃素通過提高PPARγ活性,抑制氧化應激,從而抑制血管緊張素II誘導的大鼠血管平滑肌細胞炎癥和增殖。關于姜黃素對PPARγ的上調作用機制尚不十分清楚,姜黃素或為PPARγ的天然配體,與PPARγ直接結合后激活PPARγ,或通過與體內某些受體結合后間接激活PPARγ,尚需要進一步的研究證實[11-12]。關于姜黃素對OA病變的保護作用已在OA患者或動物實驗中被證實,其可以有效緩解OA病變炎癥反應及疼痛等相關臨床癥狀[13-15],而姜黃素是否通過基于PPARγ靶點發(fā)揮保護OA病變作用,尚不清楚。本研究結果顯示,姜黃素可以明顯抑制AGEs誘導的軟骨細胞凋亡及線粒體功能的損傷;而預先給予PPARγ 特異性拮抗劑GW9662處理后,可以有效拮抗姜黃素對AGEs誘導軟骨細胞凋亡及線粒體功能損傷的保護作用;同時,本研究進一步發(fā)現(xiàn)姜黃素可以明顯上調AGEs誘導的PPARγ活性的降低,伴隨PPARγ相應的mRNA及蛋白表達水平的升高。該研究結果提示,姜黃素上調PPARγ的活性及表達可能為姜黃素保護AGEs誘導軟骨細胞線粒體功能損傷的重要機制之一。
綜上,本研究表明,AGEs通過下調PPARγ誘導軟骨細胞線粒體功能損傷,從而激活caspase凋亡途徑,最終導致軟骨細胞凋亡,其中線粒體功能受損可能起了關鍵作用;同時,姜黃素基于PPARγ的作用靶點,有效保護AGEs誘導的軟骨細胞線粒體損傷,抑制軟骨細胞凋亡。另外,由于AGEs形式各異、分子量大、生成易分解難、體內不易清除等特點,使得PPARγ-線粒體損傷這一通路持續(xù)活化, 并且線粒體損傷后誘發(fā)大量ROS產生,又可反過來誘導AGEs特異性作用受體RAGE的表達,從而起到正反饋的作用,這或許可以解釋為什么OA患者的病變呈持續(xù)、進行性地發(fā)展。姜黃素來源方便、經濟,長期服用安全性高,多項臨床研究已證實其可有效減輕OA患者的病理生理進展及緩解疼痛,本研究結果將為姜黃素保護AGEs所致OA病變的發(fā)生發(fā)展提供新的實驗依據(jù)。
(致謝:本研究主要在甘肅省人民醫(yī)院科研中心完成,感謝課題組成員在本研究過程中提供幫助與指導。)
[1] Shane Anderson A, Loeser R F. Why is osteoarthritis an age-related disease[J]?BestPractResClinRheumatol, 2010,24(1): 15-26.
[2] Yang Q, Chen C, Wu S, et al. Advanced glycation end products downregulates peroxisome proliferator-activated receptor γ expression in cultured rabbit chondrocyte through MAPK pathway [J].EurJPharmacol, 2010,649(1-3):108-14.
[3] Singh S P, Schragenheim J, Cao J, et al. PGC-1 alpha regulates HO-1 expression, mitochondrial dynamics and biogenesis: role of epoxyeicosatrienoic acid [J].ProstaglandinsOtherLipidMediat, 2016,125:8-18.
[4] 黃小華,孫 永,沈 能,等. 雙親姜黃素衍生物減輕大鼠肝纖維化與抗炎抗氧化作用的研究[J].中國藥理學通報, 2015,31(4):470-5.
[4] Huang X H, Sun Y, Shen N, et al. The amphiphilic curcumin derivative attenuates liver fibrosis by anti-inflammatory and antioxidant effect [J].ChinPharmacolBull, 2015,31(4):470-5.
[5] 馬如風,王麗麗,左加成, 等. 姜黃素通過調節(jié)組織蛋白酶K改善高脂誘導C57BL/6J小鼠骨結構和骨質量的實驗研究[J]. 中國藥理學通報, 2017,33(10):1446-51.
[5] Ma R F, Wang L L, Zuo J C, et al. An experimental study of effect of curcumin on improvement of bone microarchitecture and bone quality in high-fat-diet C57BL/6J mice and its association with cathepsin K[J].ChinPharmacolBull, 2017,33(10):1446-51.
[6] 吳 鶯,吳麗賢,許建華. 姜黃素衍生物C085抑制K562/G01細胞及Bcr-Abl激酶的體外研究[J]. 中國藥理學通報,2016,32(7):1004-11.
[6] Wu Y, Wu L X, Xu J H, et al. Curcumin derivative C085 inhibits proliferation of K562/G01 cells and activity of Bcr-Abl kinaseinvitro[J].ChinPharmacolBull, 2016,32(7):1004-11.
[7] Liu Z J, Liu H Q, Xiao C, et al. Curcumin protects neurons against oxygen-glucose deprivation/reoxygenation-induced injury through activation of peroxisome proliferator-activated receptor-γ function [J].JNeurosciRes, 2014,92(11): 1549-59.
[8] Wang S, Zhu X, Xiong L, et al. Ablation of Akt2 prevents paraquat-induced myocardial mitochondrial injury and contractile dysfunction: role of Nrf2 [J].ToxicolLett, 2017,269:1-14.
[9] Liu Z J, Li Z H, Liu L, et al. Curcumin attenuates beta-amyloid-induced neuroinflammation via activation of peroxisome proliferator-activated receptor-gamma function in a rat model of Alzheimer's disease [J].FrontPharmacol, 2016,7:261.
[10] Li H Y, Yang M, Li Z, et al. Curcumin inhibits angiotensin II-induced inflammation and proliferation of rat vascular smooth muscle cells by elevating PPAR-γ activity and reducing oxidative stress [J].IntJMolMed, 2017,39(5):1307-16.
[11] Mazidi M, Karimi E, Meydani M, et al. Potential effects of curcumin on peroxisome proliferator-activated receptor-γinvitroandinvivo[J].WorldJMethodol, 2016,6(1):112-7.
[12] Chen A, Xu J. Activation of PPARγ by curcumin inhibits Moser cell growth and mediates suppression of gene expression of cyclin D1 and EGFR [J].AmJPhysiolGastrointestLiverPhysiol, 2005,288(3):G447-56.
[13] Chin K Y. The spice for joint inflammation: anti-inflammatory role of curcumin in treating osteoarthritis[J].DrugDesDevelTher, 2016,10:3029-42.
[14] Sterzi S, Giordani L, Morrone M, et al. The efficacy and safety of a combination of glucosamine hydrochloride, chondroitin sulfate and bio-curcumin with exercise in the treatment of knee osteoarthritis: a randomized, double-blind, placebo-controlled study [J].EurJPhysRehabilMed, 2016,52(3):321-30.
[15] Zhang Z, Leong D J, Xu L, et al. Curcumin slows osteoarthritis progression and relieves osteoarthritis-associated pain symptoms in a post-traumatic osteoarthritis mouse model[J].ArthritisResTher, 2016,18(1):128.