擬南芥AMP1負(fù)調(diào)控植物對(duì)高鹽脅迫的反應(yīng)

夏金嬋何金環(huán)

（1.河南中醫(yī)學(xué)院，鄭州 450008；2.河南牧業(yè)經(jīng)濟(jì)學(xué)院，鄭州 450008）

擬南芥AMP1負(fù)調(diào)控植物對(duì)高鹽脅迫的反應(yīng)

夏金嬋1何金環(huán)2

（1.河南中醫(yī)學(xué)院，鄭州 450008；2.河南牧業(yè)經(jīng)濟(jì)學(xué)院，鄭州 450008）

高鹽脅迫嚴(yán)重影響植物的生長(zhǎng)發(fā)育及農(nóng)作物產(chǎn)量，因此鑒定鹽脅迫響應(yīng)相關(guān)基因至關(guān)重要。擬南芥的AMP1編碼一個(gè)推測(cè)的谷氨酸羧肽酶，參與植物的生長(zhǎng)發(fā)育、光形態(tài)建成與種子休眠。研究證明了AMP1的一個(gè)新功能，它的缺失提高了缺失突變體amp1的抗高鹽脅迫的能力，研究證明amp1突變體的強(qiáng)抗高鹽脅迫表型一方面是由于在高鹽脅迫下amp1突變體比野生型中積累了更多的甜菜堿和脯氨酸降低了突變體細(xì)胞的水勢(shì)，另一方面高鹽脅迫條件下amp1突變體中高鹽脅迫響應(yīng)的下游基因RD29A，以及AHA3的表達(dá)量也高于野生型，后者可促進(jìn)Na+的外排；高鹽條件能夠?qū)χ参镌斐裳趸{迫，研究發(fā)現(xiàn)AMP1的缺失還上調(diào)了抗氧化相關(guān)基因ZAT10/12的表達(dá)量，進(jìn)而降低了在高鹽脅迫條件下amp1突變體內(nèi)過氧化物的積累水平，減輕對(duì)細(xì)胞的損傷和生長(zhǎng)的抑制，這些都提高了amp1突變體的抗高鹽脅迫的能力。以上結(jié)果證明在擬南芥中AMP1負(fù)調(diào)控植物對(duì)高鹽脅迫的反應(yīng)過程。

AMP1；高鹽脅迫；ZAT10/12；RD29A

目前，土壤的鹽堿化是農(nóng)業(yè)生產(chǎn)面臨的一個(gè)嚴(yán)重問題，限制著全球農(nóng)作物的產(chǎn)量，其中20%的灌溉區(qū)域和30%的干旱區(qū)域都受到土壤鹽堿化的威脅［1］。有些植物在適應(yīng)鹽生環(huán)境時(shí)形成了對(duì)Na+的外排和區(qū)隔化的調(diào)節(jié)機(jī)理，使細(xì)胞質(zhì)內(nèi)保持較低的Na+濃度以適應(yīng)鹽生環(huán)境對(duì)植物生長(zhǎng)和發(fā)育的影響，土壤中Na+過多會(huì)引起植物體內(nèi)離子不平衡、水分虧缺和離子毒害，并且由于不恰當(dāng)?shù)墓喔群臀鬯娜我馀欧披}堿化面積還在不斷擴(kuò)大，臨海的耕種土地由于暴雨和風(fēng)的影響鹽堿化的速度更快，因此，剖析植物對(duì)高鹽的應(yīng)答機(jī)制、提高其抗鹽能力在農(nóng)業(yè)生產(chǎn)上有重要的理論和現(xiàn)實(shí)意義。植物的抗鹽反應(yīng)受許多基因的調(diào)控，是一個(gè)復(fù)雜的過程，盡管在過去10年間，通過各種篩選和克隆的方法已得到一系列與鹽脅迫信號(hào)途徑相關(guān)的基因，例如：SOS、HKT1或NHX1基因等，其中鹽過度敏感（Salt overly sensitive，SOS）途徑的重要生理功能是在鹽脅迫下進(jìn)行離子穩(wěn)態(tài)調(diào)節(jié)和提高耐鹽性［2，3］，但是仍需要鑒定新的鹽脅迫反應(yīng)基因，以期通過分子生物學(xué)手段提高農(nóng)作物的抗鹽能力。

擬南芥的AMP1（Altered meristem program）基因編碼一個(gè)谷氨酸羧肽酶，定位在內(nèi)質(zhì)網(wǎng)膜上，參與一些信號(hào)分子的形成過程，AMP1對(duì)莖頂端分生組織的生長(zhǎng)發(fā)育和調(diào)控植物激素的穩(wěn)態(tài)方面有重要的作用，還可調(diào)節(jié)植物體內(nèi)NO的含量，參與植物的抗旱反應(yīng)過程［4-6］。敲除AMP1基因可使突變體中細(xì)胞分裂素的含量增加，導(dǎo)致CYCD3；1（cyclin D3）的表達(dá)量增加［7-9］，但是，在野生型擬南芥中外施細(xì)胞分裂素或者過表達(dá)CYCD3；1都不能夠模擬amp1突變體的表型，這暗示在amp1突變體中不僅僅是細(xì)胞分裂素的含量增加和CYCD3；1的表達(dá)量增加，或許是谷氨酸羧肽酶的缺失影響了植物體中一些小的信號(hào)分子，它們影響了植物的生長(zhǎng)發(fā)育［3］。本研究利用擬南芥AMP1基因的缺失突變體，通過對(duì)該突變體amp1進(jìn)行NaCl脅迫，觀察植株的表型變化，進(jìn)而檢測(cè)其體內(nèi)可溶性糖與脯氨酸含量、鹽脅迫下游基因RD29A的表達(dá)量，以及離子含量等，探討擬南芥AMP1基因在抗鹽脅迫方面的生物學(xué)作用，旨在為利用生物工程手段提高植物的耐鹽性提供基因資源。

1 材料與方法

1.1 材料

本實(shí)驗(yàn)中所用的野生型擬南芥（Arabidopsis thaliana）和amp1突變體均為Col-0生態(tài)型背景。amp1突變體是由Abed Chaudhury博士（Commonwealth Scientific and Industrial Research Organization，Plant Industry，Canberra，Australia）贈(zèng)送。

1.2 方法

1.2.1 培養(yǎng)方法 在營(yíng)養(yǎng)土中培養(yǎng)擬南芥的過程為：將4℃同步化處理2-3 d后的種子均勻地播種于營(yíng)養(yǎng)土上，澆上水后移至正常光照下培養(yǎng)。培養(yǎng)皿中無菌培養(yǎng)擬南芥的過程為：要先對(duì)種子進(jìn)行表面消毒，4℃同步化處理2-3 d后，均勻地種在含有0.8%（W/V）瓊脂（Sigma）的1/2MS（Murashige and Skoog salts，Sigma M5519）的培養(yǎng)基上，放在培養(yǎng)間中培養(yǎng)。如果是NaCl處理時(shí)，把所需量的NaCl加在1/2 MS培養(yǎng)基上，滅菌，制成NaCl培養(yǎng)基，野生型和突變體在正常培養(yǎng)基上生長(zhǎng)1周，再移到不同濃度的NaCl培養(yǎng)基上，觀察表型。培養(yǎng)間的培養(yǎng)條件：溫度為22℃，光照強(qiáng)度為100 μmol· m-2·s-1，光周期為16 h光照/8 h黑暗交替。

1.2.2 生理指標(biāo)的測(cè)定 兩周大的生長(zhǎng)在正常培養(yǎng)基上野生型擬南芥和amp1 突變體的幼苗，移到含有100 mmol/L NaCl 的培養(yǎng)基上處理12 h，測(cè)定野生型擬南芥和amp1 突變體在NaCl 處理下可溶性糖和脯氨酸的含量?？扇苄蕴呛繙y(cè)定，稱取800 mg擬南芥放于大試管，加20 mL蒸餾水，沸水浴20 min，冷卻后過濾至100 ml容量瓶，再加2 mL 5%硫酸鋅溶液，2 mL 0.3N Ba（OH）2溶液定容至100 mL。取1 mL提取液加1 mL蒸餾水，加0.5 mL蒽酮-乙酸乙酯，再加5 mL濃H2SO4，沸水10 min后，測(cè)定620 nm處的吸光值［10］。脯氨酸含量測(cè)定，稱取擬南芥約0.15g，加 5 mL 3%磺基水楊酸研磨，再轉(zhuǎn)移至試管中沸水浴浸提10 min，冷至室溫。取2 mL提取液，加2 mL 冰乙酸，2 mL 2.5%酸性茚三酮，沸水浴顯色 60 min，冷卻至室溫后加4 mL 甲苯，振蕩萃取。取甲苯層測(cè)OD520，以甲苯做空白對(duì)照［11］。植 株TBARS（Thiobarbituric acd-reactive substances）含量的測(cè)定按照描述［12，13］。離子含量的測(cè)定是用在1/2MS培養(yǎng)基上生長(zhǎng)10 d的野生型和突變體材料，移到含有NaCl的培養(yǎng)基上處理，在指定時(shí)間取材，在60℃的烘箱里處理1周使材料干燥。干燥的材料用HNO3消化。再用MS-ICP（Agilent 7500C）測(cè)定材料中K+和Na+的含量［14］。

1.2.3 實(shí)時(shí)熒光定量 PCR 對(duì)在培養(yǎng)基上生長(zhǎng)1周的野生型和amp1突變體材料轉(zhuǎn)移到含有NaCl的培養(yǎng)基上進(jìn)行鹽處理，在相應(yīng)的時(shí)間取材。利用TRIZOL試劑（Sigma，USA）提取總的RNA，用AMV 反轉(zhuǎn)錄酶（TaKaLa，Dalian）合成第一條cDNA。利用 Agilent Strata-gene 熒光定量 PCR 儀Mx3005P（美國(guó)）進(jìn)行實(shí)時(shí)熒光定量 PCR 實(shí)驗(yàn)，熒光染料試劑盒采用 SYBR Premix Ex Taq（TaKaRa，日本），以稀釋10倍的植物cNDA為模板。每20 μL PCR 反應(yīng)體系中含 1×SYBR PremixEx Taq，上下游引物各 0.2 μmol/L，以及 2 μL 稀釋的cDNA。實(shí)驗(yàn)重復(fù)3次。使用 UBQ10（polyubiquitin 10）作為內(nèi)參對(duì)目標(biāo)基因進(jìn)行相對(duì)定量。

2 結(jié)果

2.1 amp1突變體具有強(qiáng)的抗高鹽脅迫能力

為了驗(yàn)證AMP1基因在抗鹽反應(yīng)中作用，在1/2 MS培養(yǎng)基中加入不同濃度的NaCl，把野生型和amp1突變體種在含有NaCl的培養(yǎng)基上，發(fā)現(xiàn)兩者的萌發(fā)率并沒有明顯的區(qū)別，但是當(dāng)我們把在1/2 MS培養(yǎng)基上生長(zhǎng)1周的野生型和amp1突變體幼苗移到添加有不同濃度NaCl的培養(yǎng)基上后，生長(zhǎng)1周后發(fā)現(xiàn)野生型根生長(zhǎng)受到的抑制程度遠(yuǎn)比突變體的高。我們?cè)谔幚砗蟮牡?天測(cè)量了野生型和突變體的根長(zhǎng)，并計(jì)算了它們的相對(duì)根長(zhǎng)（相對(duì)根長(zhǎng)是處理?xiàng)l件下的根長(zhǎng)與在正常培養(yǎng)基上生長(zhǎng)1周的根長(zhǎng)的比值），發(fā)現(xiàn)在正常生長(zhǎng)條件下，野生型的根比突變體的長(zhǎng)，但是在NaCl的處理下，野生型根生長(zhǎng)受到明顯的抑制，而突變體的根生長(zhǎng)受到的抑制并不明顯。例如，在50 mmol/L NaCl處理下，野生型的根被抑制29.6%，而突變體的根只被抑制13.6%（圖1）。另外，我們把含有自身啟動(dòng)子的AMP1基因轉(zhuǎn)入amp1突變體，該突變體即恢復(fù)為野生型的表型，這表明amp1突變體的抗鹽能力是由于AMP1基因缺失導(dǎo)致的。

圖1 amp1突變體在NaCl處理下的表型（A）、根長(zhǎng)（B）及相對(duì)根長(zhǎng)（C）

2.2 高鹽脅迫下amp1突變體含有高濃度的可溶性糖和游離脯氨酸

高鹽環(huán)境可以對(duì)植物造成滲透脅迫，因此，測(cè)定植物體在脅迫條件下可溶性糖和脯氨酸的含量，在一定程度上可以判斷植物對(duì)高鹽脅迫的抵抗能力［15，16］。圖2顯示，正常生長(zhǎng)條件下amp1突變體中可溶性糖含量與野生型中的區(qū)別并不明顯，NaCl處理后amp1突變體和野生型中可溶性糖含量均有所提高，但此時(shí)突變體中可溶性糖的含量是野生型的 1.28倍，脯氨酸的含量在正常生長(zhǎng)條件下amp1突變體中與野生型中區(qū)別并不明顯，NaCl處理后amp1突變體和野生型中脯氨酸含量都有所提高，但此時(shí)突變體中的脯氨酸是野生型的 1.16倍，因此，在高鹽脅迫條件下amp1突變體中可溶性糖和脯氨酸都高于野生型。鹽脅迫條件下，amp1突變體中可溶性糖和脯氨酸的快速積累可能與可溶性糖和脯氨酸積累相關(guān)基因的表達(dá)更活躍有關(guān)?；诳扇苄蕴呛透彼嵩谥参锏挚果}脅迫中的特殊作用，amp1突變體中高含量的可溶性糖和脯氨酸是突變體抗高鹽脅迫的一個(gè)原因。

圖2 野生型擬南芥和amp1突變體在NaCl處理下可溶性糖（A）和脯氨酸（B）的含量

2.3 AMP1基因負(fù)調(diào)控RD29A 和AHA3的表達(dá)

為了進(jìn)一步探討amp1突變體抗鹽的分子機(jī)制，選擇了一個(gè)鹽脅迫反應(yīng)的下游基因RD29A和一個(gè)質(zhì)膜ATP酶［17］，對(duì)它們的表達(dá)量進(jìn)行分析（圖3）。用實(shí)時(shí)熒光定量PCR檢測(cè)表明RD29A的表達(dá)量在突變體和野生型中都受高鹽脅迫的誘導(dǎo)，但是在突變體中的誘導(dǎo)表達(dá)量和時(shí)間都明顯比野生型的高和早。例如，在高鹽處理6 h時(shí)，RD29A的表達(dá)量在野生型中增至1.3倍，在amp1突變體中增至1.6倍；在高鹽處理12 h時(shí)，RD29A的表達(dá)量在amp1突變體中增至2.3倍，而在野生型中只增至1.5倍。這些結(jié)果表明AMP1基因負(fù)調(diào)控RD29A的表達(dá)，導(dǎo)致amp1突變體的強(qiáng)抗鹽能力。AHA3是一個(gè)質(zhì)膜ATP酶，定位在質(zhì)膜上，高鹽誘導(dǎo)其表達(dá)量的升高，參與Na+的外排過程［18］。我們發(fā)現(xiàn)AHA3的表達(dá)量在突變體和野生型中都受高鹽脅迫的誘導(dǎo)，但是在突變體中的誘導(dǎo)表達(dá)量和時(shí)間都明顯比野生型的高和早。例如，在高鹽處理6 h時(shí)，AHA3的表達(dá)量在野生型中增至1.5倍，在amp1突變體中增至1.8倍；在高鹽處理12 h時(shí)，AHA3的表達(dá)量在amp1突變體中增至2倍，而在野生型中只增至1.7倍。在高鹽脅迫條件下離子含量的穩(wěn)態(tài)對(duì)植物正常的生長(zhǎng)至關(guān)重要，我們檢測(cè)了在高鹽脅迫條件下植物體內(nèi)Na+和K+含量的變化。在正常生長(zhǎng)條件下野生型和突變體中的Na+/K+比率并沒有明顯的區(qū)別，但是在100 mmol/L的NaCl的處理2 d后，amp1突變體中Na+/K+比率明顯低于野生型。這些結(jié)果表明AMP1負(fù)調(diào)控AHA3基因的表達(dá)，降低突變體中Na+的含量。

2.4 高鹽脅迫條件下amp1突變體的強(qiáng)抗氧化能力

為了驗(yàn)證NaCl脅迫條件下amp1突變體抗氧化能力的強(qiáng)弱，我們檢測(cè)了在不同條件下野生型和amp1突變體中TBARS的含量（圖4）。實(shí)驗(yàn)表明在正常生長(zhǎng)條件下amp1突變體中TBARS的含量就比野生型中的區(qū)別不明顯，NaCl脅迫能使擬南芥植株中TBARS的含量升高，但amp1突變體中TBARS含量遠(yuǎn)低于野生型的，結(jié)果表明amp1突變體中過氧化物的積累比野生型中的少，AMP1參與了植物非生物鹽脅迫介導(dǎo)的氧化脅迫應(yīng)答反應(yīng)。為了進(jìn)一步探討amp1突變體中活性氧積累較少的原因，用實(shí)時(shí)熒光定量PCR檢測(cè)了與抗氧化防御系統(tǒng)相關(guān)基因表達(dá)水平的變化。ZAT10和ZAT12是一類含有C2H2鋅指結(jié)構(gòu)的轉(zhuǎn)錄因子，參與植物的抗氧化反應(yīng)過程［20］。我們發(fā)現(xiàn)在正常生長(zhǎng)條件下，amp1突變體中ZAT10和ZAT12比野生型中的高（圖4），在高鹽脅迫條件下，amp1突變體中ZAT10和ZAT12也比野生型中的高。例如，在高鹽處理6 h時(shí)，ZAT10和ZAT12的表達(dá)量在野生型中分別增至1.5和1.2倍，在amp1突變體中分別增至2.1和1.8倍。這些結(jié)果表明擬南芥中AMP1通過調(diào)節(jié)ZAT10/12的表達(dá)水平進(jìn)而調(diào)控對(duì)NaCl的應(yīng)答反應(yīng)。

3 討論

在世界范圍內(nèi)，高鹽是一種非常重要的環(huán)境脅迫因子，它限制農(nóng)作物產(chǎn)量，影響植物的生長(zhǎng)和發(fā)育。高鹽不僅能對(duì)細(xì)胞產(chǎn)生毒害，影響植物體的離子平衡，還可以造成氧化和滲透脅迫［21］。為了克服這種限制因素，提高農(nóng)作物的產(chǎn)量，研究植物的抗鹽反應(yīng)機(jī)制顯得至關(guān)重要，因此鑒定新的抗鹽脅迫相關(guān)基因?qū)νㄟ^分子生物學(xué)手段提高植物的抗鹽能力至關(guān)重要，本研究第一次發(fā)現(xiàn)了AMP1基因在擬南芥的抗鹽過程中起著重要的負(fù)調(diào)控作用。

圖3 野生型擬南芥與amp1突變體在NaCl處理下RD29A（A）、AHA3（B）表達(dá)量及Na+/K+比率（C）

圖4 野生型擬南芥與amp1突變體在NaCl處理下TBARS含量（A）、ZAT10（B）及ZAT12（C）表達(dá)量

研究證明，在逆境條件下包括高鹽脅迫植物會(huì)積累一些滲透調(diào)節(jié)物質(zhì)，如可溶性糖和脯氨酸，用于平衡滲透壓對(duì)胞質(zhì)的損傷，調(diào)節(jié)細(xì)胞膜的穩(wěn)定性［22-24］。我們發(fā)現(xiàn)在高鹽脅迫下amp1突變體積累可溶性糖和脯氨酸的含量高于野生型，這些降低了突變體細(xì)胞的水勢(shì)，對(duì)抗高鹽條件下形成的滲透脅迫對(duì)植物的損傷。許多非生物脅迫可以誘導(dǎo)過氧化物的產(chǎn)生，對(duì)植物體造成氧化脅迫，損傷DNA和蛋白質(zhì)分子，抑制植物正常的生長(zhǎng)和發(fā)育［25］。在植物的抗氧化反應(yīng)過程中ZAT10/12扮演著重要的作用，可誘導(dǎo)cAPX1、cAPX2和FDS1的表達(dá)，參與植物的抗鹽反應(yīng)過程，抑制過氧化物對(duì)植物產(chǎn)生的毒害［26］。TBARS的分析結(jié)果表明在鹽脅迫下amp1突變體中積累了較少的ROS，可能是由于ZAT10/12在amp1突變體中的高表達(dá)，提高了amp1突變體的抗鹽能力。有研究表明在植物體中過表達(dá)ZAT10能夠提高抗鹽能力［26］。在高鹽脅迫條件下，除了降低植物體內(nèi)過氧化物的水平，保持植物體內(nèi)離子的穩(wěn)態(tài)對(duì)植物的抗鹽能力也是至關(guān)重要的，植物可以通過提高Na+的外排和向液泡的運(yùn)輸兩個(gè)途徑降低Na+對(duì)植物的毒害。我們的結(jié)果證明AMP1的缺失能夠促進(jìn)Na+的外排，AMP1負(fù)調(diào)控AHA3基因的表達(dá)，降低突變體中Na+的含量。以上的結(jié)果表明在擬南芥中AMP1介導(dǎo)了抗鹽脅迫的信號(hào)傳導(dǎo)過程，AMP1缺失調(diào)控了抗鹽基因的表達(dá)，積累了較多的可溶性糖和脯氨酸，還調(diào)控了抗氧化基因和下游基因RD29A、AHA3的高表達(dá)，降低Na+的含量，提高突變體的抗鹽能力。

4 結(jié)論

本研究證明AMP1參與了擬南芥抗高鹽脅迫的反應(yīng)過程，其缺失突變體amp1強(qiáng)的抗高鹽脅迫能力與其ZAT10/12介導(dǎo)的抗氧化防御能力和維持植物體內(nèi)Na+的平衡能力正相關(guān)。另外，amp1突變體體內(nèi)高含量的可溶性糖和脯氨酸也增強(qiáng)了其抗高鹽脅迫的能力。

本研究發(fā)現(xiàn)AMP1在擬南芥的鹽脅迫反應(yīng)過程中起到一個(gè)負(fù)調(diào)控作用。amp1突變體對(duì)鹽脅迫不敏感的機(jī)制與以下三方面有關(guān)：（1）在鹽脅迫下amp1突變體中可溶性糖類和脯氨酸的含量升高，降低細(xì)胞的滲透勢(shì)對(duì)抗高鹽引起的滲透脅迫；（2）在鹽脅迫下amp1突變體中RD29A以及AHA3的高表達(dá)，后者可促進(jìn)Na+的外排；（3）amp1突變體在鹽脅迫下的過氧化物的積累少，降低氧化脅迫對(duì)細(xì)胞的損傷。這些都提高了突變體的抗鹽能力。

［1］Munns R. Comparative physiology of salt and water stress［J］. Plant Cell Environ， 2002， 25（2）：239-250.

［2］Zhuang JL， Shi H. Physiological and molecular mechanism of plant salt tolerance［J］. Photosynth Res， 2013， 115：1-22.

［3］Zhang X， Lu G， Long W， et al. Recent progress in drought and salt tolerance studies in Brassica crops［J］. Breed Sci， 2014， 64（1）：60-73.

［4］Liu WZ， Kong DD， Gu XX， et al. Cytokinins can act as suppressors of nitric oxide in Arabidopsis［J］. Proc Natl Acad Sci U S A， 2013，110（4）：1548-1553.

［5］Shi Y， Wang Z， Meng P， et al. The glutamate carboxypeptidase AMP1 mediates abscisic acid and abiotic stress responses in Arabidopsis［J］. New Phytol， 2013， 199（1）：135-150.

［6］Chaudhury AM， Letham S， Craig S， et al. amp1—a mutant with high cytokinin levels and altered embryonic pattern， faster vegetative growth， constitutive photomorphogenesis and precocious flowering［J］. Plant J， 1993， 4：907-916.

［7］ Chin-Atkins AN， Craig S， Hocart CH， et al. Increased endogenous cytokinin in the Arabidopsis amp1 mutant corresponds with deetiolation responses［J］. Planta， 1996， 198（4）：549-556.

［8］ Nogué F， Grandjean O， Craig S， et al. Higher levels of cell proliferation rate and cyclin CycD3 expression in the Arabidopsis amp1 mutant［J］. Plant Growth Regul， 2000， 32（2-3）：275-283.

［9］Ariel F， Brault-Hernandez M， Laffont C， et al. Two direct targets of cytokinin signaling regulate symbiotic nodulation in Medicago truncatula［J］. Plant Cell， 2012， 24：3838-3852.

［10］Ristic Z， Ashworth EN. Ultrastructural evidence that intracellular ice formation and possibly cavitation are the sources of freezing injury in supercooling wood tissue of Cornus florida L［J］. Plant Physiol， 1993， 103：753-761.

［11］Shi HT， Ye TT， Chen FF， et al. Manipulation of arginase expression modulate abiotic stress tolerance in Arabidopsis：effent on arginine metabolism and ROS accumulation［J］. L Exp Bot， 2013， 64：1367-1397.

［12］Han Y， Zhang J， Chen X， et al. Carbon monoxide alleviates cadmium-induced oxidative damage by modulating glutathione metabolism in the roots of edicagosativa［J］. New Phytol， 2008，177：155-166.

［13］Xie Y， Ling T， Han Y， et al. Carbon monoxide enhances salt tolerance by nitric oxide-mediated maintenance of ion homeostasis and up-regulation of antioxidant defence in wheat seedling roots［J］. Plant Cell Environ， 2008， 31：1864-1881.

［14］ Shi H， Xiong L， Stevenson B， et al. The Arabidopsis salt overly sensitive 4 mutants uncover a critical role for vitamin B6 in plant salt tolerance［J］. The Plant Cell， 2002， 14：575-588.

［15］ Han Y， Zhang J， Chen X， et al. Carbon monoxide alleviates cadmium-induced oxidative damage by modulating glutathione metabolism in the roots of Medicago sativa［J］. New Phytol，2008， 177：155-166.

［16］Lv WT， Lin B， Zhang M， et al. Proline accumulation is inhibitory to Arabidopsis seedlings during heat stress［J］. Plant Physiol， 2011，156：1921-1933.

［17］Kim K， Jang YJ， Lee SM， et al. Alleviation of salt stress by enterobacter sp. EJ01 in tomato and arabidopsis is accompanied by up-regulation of conserved salinity responsive factors in plants［J］. Mol Cells， 2014， 37（2）：109-117.

［18］Visnovitz T， Solti A， Csikó G， et al. Plasma membrane H+-ATPase gene expression， protein level and activity in growing and nongrowing regions of barley（Hordeum vulgare）leaves［J］. Physiol Plant， 2012， 144：382-393.

［19］Suzuki N， Koussevitzky S， Mittler R， et al. ROS and redox signalling in the response of plants to abiotic stress［J］. Plant， Cell & Environment， 2012， 35：259-270.

［20］Mittler R， Kim Y， Song L， et al. Gain- and loss-of-function mutations in Zat10 enhance the tolerance of plants to abiotic stress［J］. FEBS Lett， 2006， 580：6537-6542.

［21］Zhu JK. Plant salt tolerance［J］. Trends Plant Sci， 2001， 6， 66-71.

［22］Zhang S， Qi Y， Liu M， et al. SUMOE3 ligase AtMMS21 regulates drought tolerance in Arabidopsis thaliana［J］. J Integr Plant Biol，2013， 55：83-95.

［23］Shi HT， Li RJ， Cai W， et al. Increasing nitric oxide content in Arabidopsis thaliana by expressing rat neuronal nitric oxide synthase resulted in enhanced stress tolerance［J］. Plant Cell Physiol， 2012， 53：344-357.

［24］Shi HT， Ye TT， Chen FF， et al. Manipulation of arginase expression modulate abiotic stress tolerance in Arabidopsis：effect on arginine metabolism and ROS accumulation［J］， J Exp Bot， 2013， 64：1367-1379.

［25］Asada K. Production and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts and their functions［J］. Plant Physiol， 2006， 141：391-396.

［26］Miller G， Shulaev V， Mittler R. Reactive oxygen signaling and abiotic stress［J］. Physiol Plant， 2008， 133：481-489.

（責(zé)任編輯 狄艷紅）

Arabidopsis AMP1 Negatively Modulates Plant Responses to Salt Stress

Xia Jinchan1He Jinhuan2
（1. Henan University of Traditional Chinese Medicine，Zhengzhou 450008；2. Henan University of Animal Husbandry and Economy，Zhengzhou 450008）

Salt stress severely affects the growth and development of plants and crop yield， therefore it is crucial to identify the related genes responding to salt stress in plants. Altered Meristem Program（AMP1）of Arabidopsis， encoding a putative glutamate carboxypeptidase， is involved in plant growth， photomorphogenesis and seed dormancy. In this study， we revealed new function of AMP1， i.e.， its deficiency increased the capacity of salt resistance in deletion mutant amp1. The study convinced that phenotype of solid salt resistance resulted from 2 aspects：firstly the accumulating more betaine and proline in mutant than in wild one led to the decrease of cell potential in the mutants， and secondly the expression of downstream gene RD29A and AHA3 in the mutants was higher than that in wild ones and the latter promoted the exocytosis of Na+. The salt stress also triggered the oxidation stress in the plants； the study discovered that the deletion of AMP1 up-regulated the expression of antioxidant gene ZAT10/12， consequently lowered the accumulated level of peroxide in amp1 mutants， and thereby diminished the damages to cells and the prohibition of growth. All of them jointly enhanced the capacity of salt resistance in amp1 mutants. Our results proved that Arabidopsis AMP1 negatively regulated plant responses to salt stress.

AMP1；salt stress；ZAT10/12；RD29A

10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2015.07.012

2014-12-22

河南中醫(yī)學(xué)院博士基金項(xiàng)目（BSJJ2010-35）

夏金嬋，女，博士，研究方向：分子生物學(xué)；E-mail：epsalon@163.com