氟西汀對Aβ25-35誘導小膠質細胞NLRP3炎性小體活化及細胞焦亡的影響

［摘要］ 目的 探討氟西汀對β－淀粉樣蛋白25－35（Aβ25－35）誘導的BV2小膠質細胞炎性反應的作用及機制。

方法 應用Aβ25－35刺激BV2細胞模擬阿爾茨海默?。ˋD）的炎性環(huán)境。實驗分為空白對照組、Aβ25－35組、Aβ25－35+不同濃度氟西汀組和Aβ25－35+雙硫侖組。采用CCK8法檢測細胞活力，通過乳酸脫氫酶（LDH）實驗、Annexin V－FITC/PI雙染色及透射電子顯微鏡評估細胞焦亡水平。采用Western blot法檢測核苷酸結合寡聚化結構域樣受體蛋白3（NLRP3）、凋亡相關斑點樣蛋白（ASC）、半胱氨酸蛋白酶－1（caspase－1）、活化半胱氨酸蛋白酶－1（cleaved－caspase－1）、膜穿孔蛋白D（GSDMD）等炎性小體及焦亡相關蛋白的表達，酶聯(lián)免疫吸附試驗（ELISA）法測定促炎因子白細胞介素1β（IL－1β）和白細胞介素18（IL－18）的表達，DCFH－DA熒光染色法檢測活性氧（ROS）的水平。

結果

與空白對照組相比，Aβ25－35組的細胞活力降低，NLRP3炎性小體和焦亡相關因子（NLRP3、ASC、caspase－1、cleaved－caspase－1、GSDMD、IL－1β、IL－18）的表達明顯增加，LDH釋放量及細胞焦亡比例升高，細胞內(nèi)ROS的生成增多，差異均有顯著性（F=2.787～30.457，P＜0.05）；與Aβ25－35組相比，經(jīng)不同濃度氟西汀預處理的細胞存活率明顯增高，促炎因子IL－1β、IL－18表達明顯減少，炎性小體及焦亡相關蛋白的表達下調(diào)，LDH的釋放量和細胞焦亡比例降低，ROS的生成明顯減少，其中以高劑量（20 μmol/L）氟西汀的作用最為顯著。

結論 氟西汀可抑制Aβ25－35誘導的BV2細胞ROS生成、NLRP3炎性小體活化和細胞焦亡，這為延緩AD進展提供了新的治療思路。

［關鍵詞］ 氟西??；小神經(jīng)膠質細胞；細胞焦亡；NLR家族，熱蛋白結構域包含蛋白3；淀粉樣β肽類；阿爾茨海默病

［中圖分類號］ R338.2；R976

［文獻標志碼］ A

［KEY WORDS］ fluoxetine; microglia; pyroptosis; NLR family， pyrin domain－containing 3 protein; amyloid beta－peptides; Alzheimer disease

阿爾茨海默?。ˋD）是一種以進行性認知障礙、記憶減退和精神行為癥狀為主要臨床特征的神經(jīng)退行性疾病，其致殘率高，病程較長，目前尚無有效的防治策略。AD的發(fā)病機制存在多種假說，其中β－淀粉樣蛋白（Aβ）激活小膠質細胞的炎癥反應被認為在AD的發(fā)病過程中起著關鍵作用。核苷酸結合寡聚化結構域樣受體蛋白3（NLRP3）炎性小體是由NLRP3受體、凋亡相關斑點樣蛋白（ASC）和半胱氨酸蛋白酶－1（caspase－1）組成的多蛋白復合體，在中樞神經(jīng)系統(tǒng)中主要表達于小膠質細胞。研究表明，NLRP3 炎性小體可被Aβ激活，進而促進Aβ的沉積和微管蛋白tau 的過度磷酸化。此外，NLRP3 炎性小體的激活能夠觸發(fā)小膠質細胞的焦亡，這是一種新的程序性的細胞死亡形式，表現(xiàn)為細胞不斷腫脹直至細胞膜破裂，釋放大量炎性遞質，加劇神經(jīng)炎癥反應。

氟西汀是一種選擇性的5－羥色胺再攝取抑制劑，在臨床上廣泛應用于抑郁癥的治療。最近的研究發(fā)現(xiàn)，氟西汀能夠通過抗炎、抗氧化應激發(fā)揮神經(jīng)保護作用。在抑郁動物模型中，氟西汀能通過下調(diào) NLRP3 信號通路抑制小膠質細胞的活化和炎性因子的分泌。盡管研究發(fā)現(xiàn)抗抑郁藥的長期應用能夠降低AD 罹患風險并改善認知能力，但是氟西汀能否抑制AD環(huán)境下小膠質細胞焦亡和神經(jīng)炎癥目前尚無報道。本研究使用Aβ25－35刺激 BV2 小膠質細胞模擬AD炎性環(huán)境，以NLRP3炎性小體與細胞焦亡為切入點，探討氟西汀對AD的保護作用及其潛在機制。

1 材料與方法

1.1 實驗材料

永生系小鼠BV2小膠質細胞購于武漢普諾賽公司。氟西汀購于美國Sigma公司。Aβ25－35、雙硫侖和CCK8檢測試劑盒購于美國MCE公司；胎牛血清、青鏈霉素混合液以及MEM培養(yǎng)液購自武漢普諾賽公司；BCA蛋白檢測試劑盒、Annexin V－FITC/PI 細胞凋亡檢測試劑盒、白細胞介素1β（IL－1β）及白細胞介素18（IL－18）的酶聯(lián)免疫吸附試驗（ELISA）檢測試劑盒、山羊抗兔二抗、山羊抗鼠二抗購自武漢伊萊瑞特公司；乳酸脫氫酶（LDH）檢測試劑盒購自北京索萊寶公司；PBS緩沖液、RIPA裂解液和DCFH－DA活性氧（ROS）檢測試劑盒購自上海碧云天公司；ECL試劑盒購于武漢博士德公司；caspase－1抗體購于美國Santa cruz公司；NLRP3、ASC和活化半胱氨酸蛋白酶－1（cleaved－caspase－1）抗體購于美國CST公司；GAPDH和膜穿孔蛋白D（GSDMD）抗體購自美國Proteintech公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 細胞培養(yǎng)及分組 BV2細胞生長于含有體積分數(shù)0.10胎牛血清和10 g/L青鏈霉素的MEM培養(yǎng)液中，置于含體積分數(shù)0.05 CO2的37 ℃恒溫培養(yǎng)箱內(nèi)培養(yǎng)24 h后傳代。本研究使用第3～5代的細胞。首先將BV2細胞以每孔大約5×103個細胞的密度種植于96孔板中，用不同濃度的Aβ25－35處理12、24、36、48 h，利用CCK8檢測細胞活力，獲得Aβ25－35最佳處理濃度（20 μmol/L）和時間（24 h）。實驗分為以下6組：空白對照組（A組），Aβ25－35組（B組），Aβ25－35+小劑量（5 μmol/L）氟西汀組（C組），Aβ25－35+中劑量（濃度10 μmol/L）氟西汀組（D組），Aβ25－35+高劑量（濃度20 μmol/L）氟西汀組（E組），Aβ25－35+雙硫侖（10 μmol/L）組（F組）。除空白對照組外，其他各組用不同濃度的氟西汀或雙硫侖預處理BV2細胞2 h，再加入20 μmol/L的Aβ25－35培養(yǎng)24 h用于后續(xù)實驗。

1.2.2 CCK8法檢測細胞活力 將BV2細胞以大約每孔5×103個細胞的密度接種到96孔板中，待其均勻貼壁生長后，用不同濃度的Aβ25－35、氟西汀、雙硫侖進行處理。然后在規(guī)定的不同時間點每孔加入10 μL CCK8試劑，在37 ℃下孵育2.5 h。最后用酶標儀測量各組細胞在450 nm波長下的吸光度（A）值，細胞存活率=（實驗孔A值-空白孔A值）/（對照孔A值-空白孔A值）×100%。

1.2.3 ELISA法檢測細胞上清液中IL－1β和IL－18含量 收集處理好的各組細胞上清液，根據(jù)ELISA試劑盒說明書的步驟測定IL－1β和IL－18水平。

1.2.4 LDH釋放量檢測 LDH的釋放反映了細胞質膜完整性的喪失，可間接反映細胞焦亡的程度。收集各組細胞上清液，根據(jù)LDH試劑盒說明步驟測定LDH的釋放量。

1.2.5 Annexin V－FITC/PI染色 早期凋亡細胞被Annexin V標記，而焦亡和中晚期凋亡細胞可被Annexin V和PI同時標記，所以Annexin V/PI雙陽性率可作為細胞焦亡比例的間接指標。收集各組細胞后按Annexin V－FITC/PI雙染色凋亡檢測試劑盒說明步驟處理，上流式細胞儀檢測各組細胞Annexin V/PI雙陽性率，使用Flowjo分析數(shù)據(jù)。

1.2.6 ROS生成的檢測 按照DCFH－DA試劑盒說明步驟處理各組細胞，使用Image J 6.0分析各組熒光強度（細胞內(nèi)的ROS可以氧化無熒光的DCFH生成有熒光的DCF，ROS含量與熒光顯微鏡下測量的DCF熒光強度呈正比）。

1.2.7 Western blot法檢測炎性小體及焦亡相關蛋白表達 處理好的各組細胞以冷PBS洗滌3次后用細胞刮刀刮下置于離心管中，加入RIPA裂解液冰上裂解30 min。細胞裂解物于4 ℃下以12 000 r/min離心20 min，取上清（即蛋白樣品）。使用BCA蛋白測定試劑盒測定蛋白濃度。各組蛋白樣品加入5×上樣緩沖液，金屬浴100 ℃煮5 min使蛋白變性。煮好的蛋白按照每孔20 μg上樣，進行SDS－PAGE電泳并濕轉到PVDF膜上，再用體積分數(shù)0.05的脫脂牛奶室溫封閉1.5 h，分別加入NLRP3（1∶1 000）、ASC（1∶1 000）、caspase－1（1∶500）、cleaved－caspase－1（1∶1 000）、GSDMD（1∶5 000）、GAPDH（1∶5 000）抗體，4 ℃過夜。以TBST溶液洗膜3次，分別加入稀釋好的山羊抗兔IgG（1∶5 000）或山羊抗鼠IgG（1∶5 000）室溫孵育1.5 h。以TBST溶液洗膜3次，ECL發(fā)光液顯影，掃描后用Image J 6.0分析相應條帶灰度值，以GAPDH為內(nèi)參，計算各目標蛋白的相對表達量。

1.2.8 電鏡檢測 各組處理好的細胞以冷PBS洗滌2次后用細胞刮刀刮下置于離心管中進行離心（1 000 r/min，5 min），棄去上清液，將離心管中的細胞團塊置于體積分數(shù)0.025的戊二醛固定液（pH 7.3～7.4）中，4 ℃保存，最后用透射電子顯微鏡觀察細胞形態(tài)變化。

1.3 統(tǒng)計學分析

所有實驗均獨立重復至少3次，使用SPSS 26.0軟件進行統(tǒng)計學分析。符合正態(tài)分布的計量數(shù)據(jù)均以±s表示，Aβ25－35對BV2小膠質細胞活力的影響采用析因設計方差分析和Bonferroni法校正，其他的多組間比較采用單因素方差分析，組間兩兩比較采用LSD－t檢驗，以P＜0.05為差異有顯著性。

2 結 果

2.1 氟西汀對Aβ25－35誘導的BV2細胞活力的影響

析因設計的方差分析結果顯示，Aβ25－35的作用濃度與作用時間都對細胞存活率存在顯著影響，Aβ25－35在10～40 μmol/L濃度范圍內(nèi)處理BV2細胞24 h后，細胞活力均受到明顯的抑制，其中應用20 μmol/L Aβ25－35時細胞的存活率接近50%，表明該濃度可對細胞造成有效傷害，因此選擇24 h和20 μmol/L作為Aβ25－35的干預時間和干預濃度。見表1。不同濃度氟西汀處理2 h后的細胞活力差異具有統(tǒng)計學意義（F=11.202，P＜0.05），組間兩兩比較，與空白對照組相比，1～20 μmol/L氟西汀對細胞活力影響不明顯（P＞0.05），40和60 μmol/L氟西汀則顯著降低了細胞活力（P＜0.05）（圖1a），因此后續(xù)實驗中選擇5、10和20 μmol/L作為氟西汀的治療濃度?？瞻讓φ战M、Aβ25－35組和不同濃度氟西汀預處理組的細胞活力差異具有統(tǒng)計學意義（F=19.664，P＜0.05），兩兩比較結果顯示，10和20 μmol/L氟西汀預處理細胞2 h逆轉了Aβ25－35誘導的細胞活力下降（P＜0.05）（圖1b）。

2.2 氟西汀對Aβ25－35誘導的BV2細胞焦亡的影響

Annexin V－FITC/PI染色結果顯示，20 μmol/L Aβ25－35顯著增加了PI陽性的BV2細胞數(shù)量，而不同濃度的氟西汀預處理降低了PI陽性的細胞數(shù)量，且呈劑量依賴性（圖2a）。PI陽性細胞的定量分析顯示，各處理組間焦亡程度差異具有統(tǒng)計學意義

（F=35.938，P＜0.01），兩兩比較結果顯示，高劑量（20 μmol/L）的氟西汀能夠顯著降低細胞焦亡比例（P＜0.01）， 但中低劑量的氟西汀對Aβ25－35誘導的細胞焦亡抑制不顯著（P＞0.05）（圖2b）。各處理組間LDH釋放量差異也具有統(tǒng)計學意義（F=6.172，P＜0.05），組間兩兩比較結果顯示，10和20 μmol/L氟西汀預處理降低了Aβ25－35誘導的BV2細胞中LDH的釋放（P＜0.05）（圖2c）。在形態(tài)學上，利用透射電鏡可觀察到20 μmol/L Aβ25－35刺激后的BV2細胞出現(xiàn)腫脹變形、細胞膜完整性破壞及大量焦亡小體（空泡變性）等典型的細胞焦亡特征；與Aβ25－35組相比，20 μmol/L氟西汀處理組細胞焦亡緩解，細胞形態(tài)變化不明顯（圖2d）。以上結果表明，氟西汀的應用，尤其是高劑量（20 μmol/L）氟西汀可以有效抑制Aβ25－35誘導的BV2細胞焦亡。

2.3 氟西汀對BV2細胞中Aβ25－35誘導的GSDMD表達影響

各處理組間GSDMD蛋白的表達差異具有統(tǒng)計學意義（F=4.001，P＜0.05）；與空白對照組相比較，Aβ25－35組細胞中GSDMD的表達顯著增加（P＜0.01），而20 μmol/L氟西汀和10 μmol/L 雙硫侖（GSDMD特異性拮抗劑）處理后GSDMD蛋白表達均較Aβ25－35組明顯降低（P＜0.05）（圖3a）。此外，雙硫侖對BV2細胞活力影響也具有統(tǒng)計學差異（F=44.778，P＜0.01），其中10 μmol/L雙硫侖能夠逆轉Aβ25－35誘導的BV2細胞活力下降（P＜0.05）和細胞焦亡（圖2a、3b～e）。

2.4 氟西汀對BV2細胞中Aβ25－35誘導的NLRP3炎性小體激活的影響

各處理組間的NLRP3（F=2.787，P＜0.05）、ASC（F=5.832，P＜0.05）、caspase－1（F=3.164，P＜0.05）、cleaved－caspase－1（F=3.145，P＜0.05）蛋白表達比較差異均具有統(tǒng)計學意義。兩兩比較結果顯示，與空白對照組相比，Aβ25－35組上述炎性小體相關蛋白的表達均顯著上調(diào)（P＜0.05），但該上調(diào)作用在高劑量（20 μmol/L）氟西汀預處理后均得到了抑制（P＜0.05）。見圖4、表2。

2.5 氟西汀對炎性小體相關促炎因子表達影響

各組間IL－1β（F=9.189，P＜0.05）、IL－18（F=6.680，P＜0.05）表達比較差異均有顯著性。兩兩比較結果顯示，與空白對照組相比較，Aβ25－35組細胞上清液中IL－1β、IL－18的含量均顯著增加（P＜0.01），而不同濃度的氟西?。?、10、20 μmol/L）和雙硫侖（10 μmol/L）則抑制了IL－1β和IL－18的表達（P＜0.05）。見表2。

2.6 氟西汀對Aβ25－35誘導的BV2細胞中ROS產(chǎn)生的影響

各處理組間ROS熒光強度比較差異具有顯著性（F=15.159，P＜0.05）。兩兩比較結果顯示，與空白對照組相比，Aβ25－35組ROS熒光強度明顯增強（P＜0.01）；而不同濃度的氟西汀均抑制了Aβ25－35誘導的ROS的生成，且呈劑量依賴性（P＜0.05）；但10 μmol/L雙硫侖處理組與Aβ25－35組相比，差異無顯著性（P＞0.05）。見圖5、表2。

3 討 論

研究發(fā)現(xiàn)，氟西汀能夠在多種疾病中通過抑制NLRP3炎性小體活化進而減輕神經(jīng)炎癥反應并改善神經(jīng)功能，如抑郁癥、腦損傷和萎縮性黃斑變性。本研究結果證實，Aβ25－35能夠誘導BV2細胞NLRP3炎性小體的激活和細胞焦亡，促進炎性細胞因子IL－1β和IL－18的釋放，而這些都可以被外源性的氟西汀所抑制，提示氟西汀可能通過抑制NLRP3炎性小體激活、小膠質細胞焦亡以及隨后的炎癥級聯(lián)反應對AD發(fā)揮神經(jīng)保護作用。越來越多的證據(jù)表明，NLRP3信號通路在AD的發(fā)生和發(fā)展中發(fā)揮著關鍵作用。關于Aβ如何介導小膠質細胞NLRP3炎性小體激活目前已有多種假說被提出。有研究認為，Aβ作為NLRP3炎性小體的啟動或活化刺激物，最終導致由caspase－1介導的炎性因子（IL－1β、IL－18）的釋放，而且在特定條件下，活化的caspase－1將裂解下游的成孔蛋白GSDMD，從而促進小膠質細胞發(fā)生焦亡。本實驗結果表明，氟西汀的應用，尤其是高劑量（20 μmol/L）的氟西汀可以有效緩解Aβ25－35誘導的BV2細胞焦亡，主要表現(xiàn)為LDH釋放量降低、PI陽性的BV2細胞數(shù)量減少以及細胞形態(tài)學上的變化；此外，氟西汀也可以逆轉Aβ25－35誘導的細胞活力下降。GSDMD不僅是焦亡的關鍵因子，也是焦亡成孔的候選蛋白之一。為了明確GSDMD是否在Aβ25－35誘導的細胞焦亡中發(fā)揮作用，本研究使用10 μmol/L雙硫侖（GSDMD特異性拮抗劑）作為對照，實驗結果顯示，雙硫侖有效抑制了GSDMD的表達和細胞焦亡，初步證實了GSDMD在Aβ25－35誘導的細胞焦亡中發(fā)揮關鍵作用。此外，高劑量（20 μmol/L）的氟西汀可以有效降低Aβ25－35誘導的BV2細胞GSDMD的表達進而改善焦亡。

本團隊前期研究顯示，氟西汀能夠通過抑制NLRP3炎性小體和caspase－1的活化改善蛛網(wǎng)膜下隙出血和抑郁。AMBATI等的研究顯示，氟西汀可直接與NLRP3蛋白結合并阻止NLRP3－ASC炎癥小體的組裝和激活，進而緩解萎縮性黃斑變性。本研究探討了氟西汀是否可靶向抑制Aβ25－35介導的NLRP3炎性小體激活，結果顯示，高劑量（20 μmol/L）氟西汀下調(diào)NLRP3炎性小體相關蛋白（NLRP3、ASC、caspase－1、cleaved－caspase－1）的表達，提示氟西汀可能通過抑制NLRP3炎性小體激活對AD產(chǎn)生保護作用。已知IL－1β和IL－18在腦內(nèi)神經(jīng)炎癥的啟動和維持中發(fā)揮關鍵作用。與先前在抑郁模型中的研究結果一致，本研究結果表明，氟西汀的應用能顯著抑制Aβ25－35誘導的IL－1β和IL－18產(chǎn)生。

ROS除了作為NLRP3炎性小體的重要上游活化信號外，還與AD的發(fā)生發(fā)展密切相關。有研究結果表明，氟西汀能在多種情況下減少ROS的生成。本文研究結果顯示，與Aβ25－35組相比較，不同濃度的氟西汀預處理顯著降低了細胞內(nèi)ROS含量，且該作用呈劑量依賴性。由此推測，氟西汀可能通過抑制Aβ25－35誘導的ROS生成抑制NLRP3炎性小體的活化。

綜上所述，氟西汀能夠抑制Aβ25－35誘導的BV2小膠質細胞ROS產(chǎn)生、NLRP3炎性小體激活和細胞焦亡，進而改善神經(jīng)炎癥反應，氟西汀可能通過調(diào)節(jié)ROS/NLRP3/GSDMD信號通路在AD中發(fā)揮神經(jīng)保護作用，這為延緩AD發(fā)展提供了新的治療思路，值得進一步深入研究。

［參考文獻］

LIVINGSTON G， SOMMERLAD A， ORGETA V， et al. Dementia prevention， intervention， and care. Lancet， 2017，390（10113）：2673－2734.

HENEKA M T， CARSON M J， KHOURY J E， et al. Neuroinflammation in Alzheimer’s disease. The Lancet Neuro－logy， 2015，14（4）：388－405.

LENG F D， EDISON P. Neuroinflammation and microglial activation in Alzheimer disease： where do we go from here Nature Reviews Neurology， 2021，17（3）：157－172.

SCHRODER K， TSCHOPP J. The inflammasomes. Cell， 2010，140（6）：821－832.

HENEKA M T， MCMANUS R M， LATZ E. Inflammasome signalling in brain function and neurodegenerative disease. Nature Reviews Neuroscience， 2018，19（10）：610－621.

FRIKER L L， SCHEIBLICH H， HOCHHEISER I V， et al. Β－amyloid clustering around ASC fibrils boosts its toxicity in microglia. Cell Reports， 2020，30（11）：3743－3754.

SARESELLA M， LA ROSA F， PIANCONE F， et al. The NLRP3 and NLRP1 inflammasomes are activated in Alzheimer’s disease. Molecular Neurodegeneration， 2016，11：23.

HENEKA M T， KUMMER M P， STUTZ A， et al. NLRP3 is activated in Alzheimer’s disease and contributes to pathology in APP/PS1 mice. Nature， 2013，493（7434）：674－678.

ISING C， VENEGAS C， ZHANG S S， et al. NLRP3 inflammasome activation drives tau pathology. Nature， 2019，575（7784）：669－673.

LEE J H， KIM H J， KIM J U， et al. A novel treatment stra－

tegy by natural products in NLRP3 inflammasome－mediated neuroinflammation in Alzheimer’s and Parkinson’s disease. International Journal of Molecular Sciences， 2021，22（3）：1324.

CHUNG Y C， KIM S R， PARK J Y， et al. Fluoxetine prevents MPTP－induced loss of dopaminergic neurons by inhibiting microglial activation. Neuropharmacology， 2011，60（6）：963－974.

ZHANG F， ZHOU H， WILSON B C， et al. Fluoxetine protects neurons against microglial activation－mediated neuroto－

xicity. Parkinsonism amp; Related Disorders， 2012，18（Suppl 1）：S213－S217.

DU R H， TAN J， SUN X Y， et al. Fluoxetine inhibits NLRP3 inflammasome activation： implication in depression. The International Journal of Neuropsychopharmacology， 2016，19（9）：pyw037.

PAN Y， CHEN X Y， ZHANG Q Y， et al. Microglial NLRP3 inflammasome activation mediates IL－1β－related inflammation in prefrontal cortex of depressive rats. Brain， Behavior， and Immunity， 2014，41：90－100.

BURKE S L， MARAMALDI P， CADET T， et al. Decreasing hazards of Alzheimer’s disease with the use of antidepressants： mitigating the risk of depression and apolipoprotein E. International Journal of Geriatric Psychiatry， 2018，33（1）：200－211.

KHOURY R， GROSSBERG G T. Impact of antidepressant use on the trajectory of Alzheimer’s disease： evidence， mechanisms， and therapeutic implications. CNS Drugs， 2019，33（1）：17－29.

XIE Y， LIU P P， LIAN Y J， et al. The effect of selective serotonin reuptake inhibitors on cognitive function in patients with Alzheimer’s disease and vascular dementia： focusing on fluoxetine with long follow－up periods. Signal Transduction and Targeted Therapy， 2019，4：30.

LI J R， XU H Z， NIE S， et al. Fluoxetine－enhanced auto－

phagy ameliorates early brain injury via inhibition of NLRP3 inflammasome activation following subrachnoid hemorrhage in rats. Journal of Neuroinflammation， 2017，14（1）：186.

AMBATI M， APICELLA I， WANG S B， et al. Identification of fluoxetine as a direct NLRP3 inhibitor to treat atrophic ma－

cular degeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America， 2021，118（41）：e2102975118.

FENG Y S， TAN Z X， WU L Y， et al. The involvement of NLRP3 inflammasome in the treatment of Alzheimer’s disease. Ageing Research Reviews， 2020，64：101192.

VAN ZELLER M， DIAS D， SEBASTIO A M， et al. NLRP3 inflammasome： a starring role in amyloid－β－ and tau－driven pathological events in Alzheimer’s disease. Journal of Alzheimer’s Disease： JAD， 2021，83（3）：939－961.

STROWIG T， HENAO－MEJIA J， ELINAV E， et al. Inflammasomes in health and disease. Nature， 2012，481（7381）：278－286.

SHI J J， GAO W Q， SHAO F. Pyroptosis： gasdermin－mediated programmed necrotic cell death. Trends in Biochemical Sciences， 2017，42（4）：245－254.

SBORGI L， RHL S， MULVIHILL E， et al. GSDMD membrane pore formation constitutes the mechanism of pyroptotic cell death. The EMBO Journal， 2016，35（16）：1766－1778.

SHI J J， ZHAO Y， WANG K， et al. Cleavage of GSDMD by inflammatory caspases determines pyroptotic cell death. Nature， 2015，526（7575）：660－665.

LATZ E， XIAO T S， STUTZ A. Activation and regulation of the inflammasomes. Nature Reviews Immunology， 2013，13（6）：397－411.

DUMONT M， BEAL M F. Neuroprotective strategies involving ROS in Alzheimer disease. Free Radical Biology and Medicine， 2011，51（5）：1014－1026.

CHUNG E S， CHUNG Y C， BOK E， et al. Fluoxetine prevents LPS－induced degeneration of nigral dopaminergic neurons by inhibiting microglia－mediated oxidative stress. Brain Research， 2010，1363：143－150.

（本文編輯 馬偉平）