微小RNA介導(dǎo)慢性創(chuàng)面愈合機制研究進展

張笑天 柴益民

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微小RNA介導(dǎo)慢性創(chuàng)面愈合機制研究進展

張笑天 柴益民

微小RNA(miRNA)廣泛存在于人體各組織器官中，調(diào)控細胞新陳代謝全過程。目前認為miRNA調(diào)節(jié)異常可能參與了難愈傷口的形成，但其確切發(fā)病機制和相關(guān)分子生物學(xué)改變?nèi)源嬗袪幾h。研究表明，miRNA以各種方式在創(chuàng)面炎癥反應(yīng)階段、細胞增殖階段和組織重建階段調(diào)控炎癥。各種體外、體內(nèi)實驗研究的關(guān)注點也集中在miRNA介導(dǎo)慢性創(chuàng)面愈合作用機制上。該文就miRNA介導(dǎo)慢性創(chuàng)面愈合機制作一綜述。

微小RNA；慢性創(chuàng)面；炎癥反應(yīng)；低氧誘導(dǎo)因子； dicer酶；血管新生

慢性創(chuàng)面是指超過4周未愈合或長期不愈合的傷口及其他皮膚表面連續(xù)性的中斷。慢性創(chuàng)面長期停留于創(chuàng)面愈合的第一階段，即炎癥反應(yīng)期，典型的慢性創(chuàng)面包括糖尿病足潰瘍、靜脈潰瘍和壓瘡等，臨床上常引起一系列并發(fā)癥。近年來研究[1-3]發(fā)現(xiàn)，微小RNA(miRNA)可能參與難愈傷口的形成。

1 定義及生理功能

1.1 定義及特征

miRNA是一類僅包含21～25個核苷酸的內(nèi)源性非編碼單鏈RNA，在物種進化中相當保守[1]，可調(diào)控多達50%的基因表達[4]。

miRNA有3大特征：①廣泛存在于真核生物中，是一類短鏈非編碼RNA序列，無開放閱讀框(ORF)；②其長度尚無統(tǒng)一標準，但大多數(shù)在21～25 nt，3’端可有1～2 nt的長度變化；③成熟的miRNA 有5’端磷酸基和3’端羥基，這使其有別于其他寡核苷酸及功能RNA降解片段。此外，miRNA在生物進化中相當保守，僅在特定組織細胞及其發(fā)生發(fā)展的特定階段表達。

1.2 生理功能

miRNA廣泛存在于人體各組織器官中，調(diào)控細胞新陳代謝全過程。有研究[3，5]通過與編碼蛋白質(zhì)的信使RNA(mRNA)結(jié)合方式使其降解或抑制其翻譯。首先由RNA聚合酶Ⅱ合成原miRNA，然后通過核糖核酸酶(RNase)Ⅲ/drosha酶/迪格奧爾綜合征染色體區(qū)域(DGCR)8復(fù)合體再次加工形成發(fā)卡形結(jié)構(gòu)的前體miRNA(約70 nt)，輸出蛋白(XPO)5將其轉(zhuǎn)運至細胞質(zhì)，最后dicer酶將其加工形成成熟miRNA，成熟miRNA通過RNA誘導(dǎo)沉默復(fù)合體(RISC)與靶mRNA相互作用[6]，其互補鏈被迅速降解。miRNA與靶mRNA遵循堿基互補配對原則，通常miRNA結(jié)合于3’端非編碼區(qū)，也有miRNA直接結(jié)合于編碼區(qū)、內(nèi)含子外顯子交界處或5’端非編碼區(qū)來影響mRNA[7-8]。miRNA與mRNA結(jié)合并使其退變及抑制其翻譯(圖1)。

圖1 miRNA與編碼蛋白質(zhì)的mRNA結(jié)合使其降解或抑制其翻譯過程

2 影響創(chuàng)面愈合機制

miRNA存在于人體所有組織中，起到調(diào)節(jié)細胞增殖、分化、凋亡等進程的作用。基于miRNA的基因沉默機制在創(chuàng)面修復(fù)過程中至關(guān)重要。人為調(diào)控miRNA的整體或局部表達水平可激發(fā)難愈傷口的修復(fù)潛力[2]。

2.1 在炎癥反應(yīng)階段中的作用

作為創(chuàng)面愈合的第一步，炎癥反應(yīng)階段從皮膚連續(xù)性一中斷便開始，逐漸出現(xiàn)傷口出血，纖維蛋白沉積，趨化因子和細胞因子如血小板源性生長因子(PDGF)、白細胞介素(IL)-1、腫瘤壞死因子(TNF)-α等隨血流到達創(chuàng)面。由于皮膚屏障功能被破壞，其下組織易受病原體侵襲，感染概率大大增加。免疫細胞因上述趨化因子和細胞因子而遷移至傷口處。這些信號分子的分泌及受體基因的表達都屬于miRNA調(diào)控炎癥反應(yīng)的方式。

2.1.1 miRNA與Toll樣受體

炎癥細胞(包括巨噬細胞及中性粒細胞)通過Toll樣受體(TLR)來識別病原體。最先報道m(xù)iRNA與炎癥反應(yīng)有關(guān)的是關(guān)于脂多糖(LPS)TLR4配體的研究，認為miRNA可誘導(dǎo)miRNA-146a、miRNA-155和miRNA-132表達[9]。其中，miRNA-155首次被發(fā)現(xiàn)可通過TLR配體、炎性因子及特定抗原參與炎癥反應(yīng)。miRNA-155調(diào)控多種參與慢性創(chuàng)面中對病原體進行細胞免疫應(yīng)答的蛋白[10]，可直接抑制負向調(diào)控TLR信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路的分子SHIP1[11]，且miRNA-155通過影響LPS信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路調(diào)節(jié)點如Fas相關(guān)死亡域蛋白(FADD)、受體相互作用蛋白激酶(RIPK)1等間接加強TNF-α的翻譯[12]。此外，LPS誘導(dǎo)下調(diào)miRNA-125b的同時也促進TNF-α的產(chǎn)生，因為miRNA-125b可與TNF-α的3’端非編碼區(qū)相結(jié)合來抑制其翻譯[13]。同時，miRNA-146a、miRNA-155和miRNA-132也受TNF-α的調(diào)節(jié)。

研究[14]發(fā)現(xiàn)，miRNA-146a廣泛參與炎癥反應(yīng)的抑制，特別是在固有免疫系統(tǒng)內(nèi)。IL-1受體關(guān)聯(lián)激酶 (IRAK)1和腫瘤壞死因子受體相關(guān)因子(TRAF)6是miRNA-146a下調(diào)IL-8、T細胞表達和分泌調(diào)節(jié)性激活因子(RANTES)的2個主要途徑，IRAK2也是 miRNA-146a的靶蛋白之一，它能調(diào)節(jié)干擾素(IFN)-γ[15]。在糖尿病大鼠創(chuàng)面中，miRNA-146a下調(diào)，從而增加其下游炎癥前體基因的表達[13,16]。miRNA-146a也被認為是對固有免疫以及獲得性免疫過度激活的重要生理保護機制[17]。巨噬細胞受miRNA-146a 和miRNA-155的調(diào)節(jié)，它們促進使單核細胞分化為巨噬細胞所必需的細胞因子分泌，從而調(diào)節(jié)巨噬細胞[18-19]。

受miRNA-21影響的程序性細胞死亡因子(PDCD)4可以調(diào)控TLR-4介導(dǎo)的炎癥[20]。在創(chuàng)傷處，巨噬細胞有效清除壞死細胞是抑制炎癥的先決條件，內(nèi)源性脂類調(diào)節(jié)因子Resolvin D1在炎癥反應(yīng)期能誘導(dǎo)產(chǎn)生miRNA-21，而miRNA-21可參與急性炎癥的消散過程[21]。miRNA-21能沉默PTEN基因、糖原合成酶激酶(GSK)-3β和PDCD4等炎癥反應(yīng)中的關(guān)鍵影響因子[22]。miRNA-146a、miRNA-155與miRNA-21均與傷口愈合進程相關(guān)[23-24]。

2.1.2 miRNA與細胞趨化黏附

除上述TLR信號轉(zhuǎn)導(dǎo)通路受miRNA調(diào)控外，選擇素E和細胞間黏附分子(ICAM)-1分別是miRNA-31和miRNA-17-3p的直接作用目標[17,25]。單核細胞趨化蛋白(MCP)-1在單核-巨噬細胞趨化作用中有重要地位。在創(chuàng)面中，MCP-1表達明顯上調(diào)(約70倍)[26]，而miRNA-124a參與MCP-1基因轉(zhuǎn)錄后的沉默[27]。

2.2 在細胞增殖階段中的作用

細胞增殖階段往往開始于傷后2～3 d，包括傷口處纖維母細胞募集形成肉芽組織、膠原和黏多糖沉積、表皮細胞分化、角質(zhì)形成以及傷口收縮等過程。傷后1周時，纖維母細胞成為傷口最主要的細胞類型。miRNA-155能加快纖維母細胞遷移[28]。成纖維細胞分泌膠原、纖粘連蛋白形成新細胞外基質(zhì)(ECM)的基礎(chǔ)。miRNA-21、miRNA-99、miRNA-155、miRNA-184、miRNA-198、miRNA-203、miRNA-205、miRNA-210和miRNA-483-3p等均參與調(diào)節(jié)角質(zhì)細胞發(fā)生、分化及遷移[23,28-33]。

2.2.1 oxymiR與血管新生

在細胞增殖期中，細胞低氧狀態(tài)是誘導(dǎo)宿主產(chǎn)生適應(yīng)性血管新生的因素之一，低氧環(huán)境對創(chuàng)面血管內(nèi)皮細胞有益，而新生血管能為傷口愈合區(qū)域帶來足夠的氧氣和營養(yǎng)。涉及組織氧化還原反應(yīng)的miRNA被稱為oxymiR[34]，其可能直接或通過影響低氧敏感的翻譯因子、pH值、生物代謝等方式影響組織氧化狀態(tài)。低氧誘導(dǎo)因子(HIF)是人體內(nèi)低氧微環(huán)境最重要的調(diào)節(jié)因子，有明顯的促血管生成能力。HIF在細胞內(nèi)穩(wěn)定存在時，可誘導(dǎo)許多對低氧敏感的oxymiR產(chǎn)生[35]。HIF激活基因包括血管內(nèi)皮生長因子(VEGF)、正葡萄糖轉(zhuǎn)運蛋白(GLUT)1等，可促進血管新生[36]。低氧敏感的miRNA包括miRNA-23、miRNA-24、miRNA-26、miRNA-27、miRNA-103、miRNA-107、miRNA-181、miRNA-210和miRNA-213等，其翻譯受HIF調(diào)控[37]。在炎癥反應(yīng)及細胞增殖階段初期，組織因新生毛細血管網(wǎng)絡(luò)而呈紅色。參與血管新生的miRNA有miRNA-15b、miRNA-16、miRNA-17、miRNA-92、miRNA-126、miRNA-130a、miRNA-210、miRNA-221、miRNA-222、miRNA-296、miRNA-320、miRNA-378和miRNA-503等[33,38-54]。其中miRNA-210是影響缺血傷口關(guān)閉的關(guān)鍵因子，它能通過沉默相關(guān)基因來減緩角質(zhì)細胞生長并抑制其線粒體功能。在大鼠和患者的慢性創(chuàng)面中，miRNA-210表達明顯增高，乳酸鹽水平同樣增高。為使細胞適應(yīng)低氧環(huán)境，乳酸可激活HIF-1α細胞通路[55]，也可增加miRNA-210表達。轉(zhuǎn)錄因子E2F3表達受miRNA-210的調(diào)控，在缺血創(chuàng)面其含量明顯降低，而在非缺血創(chuàng)面則含量較高。在缺血創(chuàng)面邊緣處，E2F3顯著下調(diào)。相反，部分miRNA也同樣能影響HIF的穩(wěn)定性。miRNA-424能使HIF-1α穩(wěn)定，而使HIF-1α翻譯的miRNA(如miRNA-20b、miRNA-199a和miRNA-17～92等)受抑制，從而增加HIF-1α的表達和翻譯[56-57]。通過檢測低氧敏感的oxymiR可以發(fā)現(xiàn)潛在難愈創(chuàng)面，為之后的治療提供可能。

2.2.2 dicer酶與血管新生

在低氧條件下，由于細胞缺乏氧分子，呼吸鏈被抑制。為了生存，細胞會轉(zhuǎn)需氧代謝為厭氧代謝。低氧環(huán)境使細胞盡可能緊縮能量開支以維持生存。細胞微環(huán)境氧含量能影響細胞的生存方式及功能，也影響其基因表達。慢性低氧環(huán)境會損害dicer酶(尤其是dicer1酶)的表達和激活，從而降低miRNA生物效應(yīng)。研究[58]表明，當角質(zhì)細胞dicer酶受抑制時，皮膚恢復(fù)屏障功能受到嚴重擾亂，并影響傷口愈合。血管再生的各方面(如血管內(nèi)皮細胞生成、增殖、分化等)都受特定miRNA的調(diào)控。這些miRNA被稱為angiomiR，包括miRNA-17-5p、miRNA-17-92cluster、miRNA-15b、miRNA-16、miRNA-20、miRNA-21、miRNA-23a、miRNA-23b、miRNA-24、miRNA-27a、miRNA-29a、miRNA-30a、miRNA-30c、miRNA-31、miRNA-100、miRNA-103、miRNA-106、miRNA-125a、miRNA-b、miRNA-126、miRNA-181a、miRNA-191、miRNA-199a、miRNA-221、miRNA-222、miRNA-320和let-7家族等[59-60]。研究[34]發(fā)現(xiàn)，在敲除dicer酶基因的人內(nèi)皮細胞中佛波酯、TNF-α或VEGF誘導(dǎo)產(chǎn)生的活性氧簇(ROS)水平降低。ROS是創(chuàng)面血管新生重要的第二信使。轉(zhuǎn)錄因子HBP1可下調(diào)p47phox的表達，它在dicer酶基因敲減時表達也減少。敲除HBP1可恢復(fù)產(chǎn)生ROS以及修復(fù)內(nèi)皮細胞由于miRNA缺陷導(dǎo)致的血管新生障礙[61]。此外，Argonaute蛋白(Ago)2在細胞處于低氧狀態(tài)時含量增加，它能誘導(dǎo)一些不依賴dicer酶的miRNA產(chǎn)生。低氧條件下，Ago2羥化并與熱休克蛋白(HSP)90結(jié)合，將miRNA轉(zhuǎn)移至RISC并運送至應(yīng)激顆粒(SG)[62]。低氧或線粒體功能異常會引起不同基因表達，對傷口愈合有著深遠意義。

2.2.3 miRNA與VEGF

低氧抑制的miRNA-200b通過直接作用于轉(zhuǎn)錄因子Ets-1來參與誘導(dǎo)血管新生過程[63]。某些特定轉(zhuǎn)錄因子Ets-1基因如基質(zhì)金屬蛋白酶(MMP)-1和血管內(nèi)皮生長因子受體(VEGFR)-2能被miRNA-200b沉默。轉(zhuǎn)錄因子Ets-1過表達可逆轉(zhuǎn)miRNA-200b造成的血管新生抑制效應(yīng)。VEFG 和成纖維細胞生長因子(FGF)-2相互作用可促進傷口血管新生。在人臍靜脈內(nèi)皮細胞(HUVEC)中，VEGF-A可誘導(dǎo)產(chǎn)生miRNA-191、miRNA-155、miRNA-31、miRNA-17-5p、miRNA-18a和miRNA-20a[64]。VEGF-A 和 FGF-2都能誘導(dǎo)miRNA-130a表達，還能通過磷酸化環(huán)磷腺苷效應(yīng)元件結(jié)合蛋白(P-CREB)來轉(zhuǎn)錄miRNA-132，促進內(nèi)皮細胞增殖[65]。miRNA-221 和 miRNA-222可調(diào)節(jié)c-Kit的表達，它們相互作用形成環(huán)路調(diào)控內(nèi)皮細胞新生毛細血管形成[66]。c-Kit表達受抑制可導(dǎo)致VEGF表達下降[67]。

2.2.4 角質(zhì)形成細胞與miRNA

角質(zhì)形成細胞從傷口邊緣遷移到傷口部位并開始增殖和分化恢復(fù)皮膚屏障的過程由各種不同miRNA(包括miRNA-198、miRNA-203和miRNA-483-3p等)調(diào)控[30-32]。miRNA-1也能被低氧誘導(dǎo)產(chǎn)生，在人和鼠缺血創(chuàng)面表達顯著提高，它可直接降低酪氨酸蛋白激酶受體(c-met)水平，使水通道蛋白(角質(zhì)細胞遷移的重要蛋白)3表達降低[68]。因此，過表達miRNA-1會抑制細胞遷移。miRNA-21也能通過沉默胰島素樣生長因子(IGF)-1來干擾細胞遷移[69]。

2.3 在組織重建階段中的作用

組織重建階段包括ECM調(diào)整、膠原重組(Ⅲ型膠原轉(zhuǎn)化為Ⅰ型膠原)和臨時肉芽組織被瘢痕組織所替代，起始于傷口關(guān)閉。在組織重建階段，新生血管減少，細胞活動變安靜。具體而言，miRNA-29a能通過接頭蛋白(TAB)1來調(diào)節(jié)真皮成纖維細胞的收縮功能[70]。miRNA-192/215通過抑制E盒結(jié)合鋅指蛋白(ZEB)2的翻譯來增加上皮細胞鈣黏附蛋白的表達[41]，而上皮細胞鈣黏附蛋白在重建皮膚屏障完整性中起重要作用。miRNA在組織重塑階段中的調(diào)控作用仍需進一步研究來揭示。

3 介導(dǎo)慢性創(chuàng)面愈合機制

3.1 體外實驗

3.1.1 miRNA-21與miRNA-130a

在人類上皮角質(zhì)形成細胞(HaCaT)中，miRNA-21受轉(zhuǎn)化生長因子(TGF)-β1上調(diào)，而miRNA-21過度表達可增強角化細胞遷移能力,miRNA-21敲減可抑制TGF-β1誘導(dǎo)角質(zhì)形成細胞的遷移，表明miRNA-21在TGF-β促進角化細胞遷移中起重要作用[23]。Pastar等[71]對原代人類角質(zhì)細胞模型進行研究，發(fā)現(xiàn)miRNA-21和miRNA-130a過表達可抑制和下調(diào)瘦素受體編碼基因(LepR)和早期生長反應(yīng)因子-3；熒光素酶實驗顯示LepR是miRNA-21和miRNA-130a的直接目標；miRNA-21和miRNA-130a都能在急性皮膚創(chuàng)傷模型中延遲上皮形成。

3.1.2 miRNA-31

Li等[25]研究認為，miRNA-31能促進傷口愈合過程中人原代角質(zhì)形成細胞分化增殖和遷移。在人體創(chuàng)面模型中，從炎癥階段至增殖階段創(chuàng)面邊緣的角質(zhì)細胞miRNA-31表達上調(diào)。抑制miRNA-31則會抑制人原代角質(zhì)形成細胞分化增殖和遷移。此外，上皮細胞膜蛋白(EMP)-1是miRNA-31的靶蛋白之一，沉默EMP-1可造成與miRNA-31過表達的類似效果，而TGF-β2能上調(diào)miRNA-31的表達。

3.1.3 miRNA-99與miRNA-100

Jin等[72]對HaCaT細胞進行研究，將其分為實驗組和對照組，實驗組予以異位轉(zhuǎn)染miRNA-99a、miRNA-99b和miRNA-100，對照組不予轉(zhuǎn)染，結(jié)果發(fā)現(xiàn)與對照組相比，實驗組細胞增殖和遷移極大下調(diào)且有63個miRNA表達水平發(fā)生改變(P<0.05)。

3.1.4 miRNA-210

Fasanaro等[33]研究發(fā)現(xiàn)，HaCaT細胞模型中HIF-1α的存在能引起E2F3衰減，并提出HIF-1α通過依賴miRNA-210通路下調(diào)E2F3，HIF-1α可促進miRNA-210翻譯，將miRNA-210下調(diào)至基礎(chǔ)水平以下會極大提高細胞增殖能力；在角質(zhì)形成細胞中，HIF-1α能促進 miRNA-210表達，從而通過E2F3發(fā)揮減弱細胞增殖的能力。

3.1.5 miRNA-483-3p

Bertero等[32]研究發(fā)現(xiàn)，被刮傷的人角質(zhì)形成細胞模型中受損的人角質(zhì)形成細胞miRNA-483-3p表達上調(diào)，這個效應(yīng)在傷后15 h開始增加，24～72 h達到頂峰(約為正常人角質(zhì)形成細胞中的6～8倍)；顯微鏡下，創(chuàng)面在傷后24 h完全關(guān)閉，因此提出miRNA-483-3p增加可能在傷口關(guān)閉最后階段起作用的假設(shè)。

3.1.6 miRNA-21

Yang等[23]研究發(fā)現(xiàn)，在刮傷的人角質(zhì)形成細胞模型中敲低內(nèi)源性miRNA-21可導(dǎo)致TGF-β1減少、角質(zhì)細胞遷移和再上皮化減弱。這進一步說明miRNA-21是TGF-β驅(qū)動的傷口愈合過程中重要一環(huán)。

3.2 體內(nèi)實驗

3.2.1 miRNA-27b

Wang等[73]對2型糖尿病db/db小鼠和db/+小鼠進行研究，發(fā)現(xiàn)2型糖尿病db/db 小鼠的骨髓源性血管生成細胞(BMAC) miRNA-27b表達降低，且細胞內(nèi)miRNA-27b模擬可促進BMAC的成血管功能；miRNA-276對糖尿病創(chuàng)面的BMAC有局部細胞治療效果，而對于非糖尿病創(chuàng)面BMAC，抑制miRNA-27b會引起小鼠傷口愈合減緩。以上研究表明，局部miRNA-27b可改善糖尿病小鼠傷口愈合情況。

3.2.2 miRNA-146a

Xu等[74]對比2型糖尿病db/db小鼠和 db/+小鼠創(chuàng)面模型中miRNA-146a與其靶基因表達情況，發(fā)現(xiàn)2型糖尿病db/db小鼠創(chuàng)面中miRNA-146a表達明顯下調(diào)與促炎基因的表達增加相關(guān)，miRNA-146a表達增加能減少促炎基因的表達且利于創(chuàng)面愈合。

3.2.3 miRNA-155

van Solingen等[75]對小鼠創(chuàng)面模型進行研究，發(fā)現(xiàn)創(chuàng)面處miRNA-155表達高于正常組織；與野生型小鼠相比，miRNA-155基因敲除小鼠傷口閉合能力更強；應(yīng)用IL-4敲除miRNA-155基因的小鼠炎癥區(qū)域1基因表達增加是Ⅰ型膠原沉積和傷口愈合過程中的關(guān)鍵。

3.2.4 miRNA-378a

Tang等[76]對miRNA-378a轉(zhuǎn)基因小鼠創(chuàng)面模型進行研究，發(fā)現(xiàn)與野生小鼠相比，miRNA-378a轉(zhuǎn)基因小鼠傷口愈合能力更強，傷后第6天傷口更小，這是由于波形蛋白和B3整聯(lián)蛋白在轉(zhuǎn)基因小鼠中的表達上調(diào)，而miRNA-378a表達下調(diào)，導(dǎo)致成纖維細胞增殖分化和血管新生速度加快，最終促進傷口愈合。

4 展望

人類基因組大部分為非編碼，因此miRNA是新研究熱點。miRNA調(diào)控創(chuàng)面愈合過程各階段，包括炎癥反應(yīng)階段、細胞增殖階段和組織重建階段等。在創(chuàng)面愈合甚至許多其他疾病中，miRNA扮演著重要角色。雖然部分miRNA的作用機制已經(jīng)明確，但這只是人體內(nèi)miRNA非常小的一部分。理解和識別特定的miRNA及其作用靶點有助于發(fā)現(xiàn)潛在的治療傷口愈合的新方式。miRNA作為新興藥物靶點有許多優(yōu)勢。首先，miRNA分子量很小且序列保守；其次，單一miRNA直接影響下游基因可引起一系列細胞效應(yīng)及信號級聯(lián)放大機制。以上表明1個miRNA表達的改變可能會通過下游靶基因?qū)毎δ墚a(chǎn)生巨大影響。

miRNA不能通過脂質(zhì)細胞膜，將其運送至靶細胞內(nèi)需克服的障礙包括細胞對RNA的低攝取、細胞胞吐作用、核酸免疫原性、miRNA在血液中退化變性以及腎臟清除作用[77]。miRNA起作用必須將其運送至靶器官細胞內(nèi)，并成為活化形態(tài)與胞內(nèi)目標結(jié)合。目前已知的運送方法有通過RNA寡核苷酸與親脂性分子結(jié)合運送、通過靜脈注射antagomiR(一類膽固醇共軛單鏈RNA分子，與成熟的靶向miRNA互補，可以特異且有效抑制miRNA表達)、通過鎖核酸修飾的寡核苷酸運送和表達載體運送[78]。因此，現(xiàn)階段大量研究都是探索如何高效地運送這些miRNA，測試miRNA安全劑量以免出現(xiàn)不可預(yù)測的不良反應(yīng)，尚需進一步研究。目前miRNA運送效率以及RNA抗體產(chǎn)生是miRNA應(yīng)用的關(guān)鍵限制，使miRNA在靶細胞內(nèi)達到有效濃度來發(fā)揮作用是一項巨大的挑戰(zhàn)。隨著科學(xué)研究的發(fā)展，相信將來以miRNA為基礎(chǔ)的治療能為慢性難愈創(chuàng)面患者帶來個性化治療，并減輕醫(yī)療負擔(dān)。

[ 1 ] Moreno-Moya JM, Vilella F, Simon C. MicroRNA: key gene expression regulators[J]. Fertil Steril, 2014, 101(6):1516-1523.

[ 2 ] Fahs F, Bi X, Yu FS, et al. New insights into microRNAs in skin wound healing[J]. IUBMB Life, 2015, 67(12):889-896.

[ 3 ] Ardekani AM, Naeini MM. The role of micrornas in human diseases[J]. Avicenna J Med Biotechnol, 2010, 2(4):161-179.

[ 4 ] Miranda KC, Huynh T, Tay Y, et al. A pattern-based method for the identification of microRNA binding sites and their corresponding heteroduplexes[J]. Cell, 2006, 126(6):1203-1217.

[ 5 ] Ha M, Kim VN. Regulation of microRNA biogenesis[J]. Nat Rev Mol Cell Biol, 2014, 15(8):509-524.

[ 6 ] Bartel DP. MicroRNAs: target recognition and regulatory functions[J]. Cell, 2009, 136(2):215-233.

[ 7 ] Tay Y, Zhang J, Thomson AM, et al. MicroRNAs to Nanog, Oct4 and Sox2 coding regions modulate embryonic stem cell differentiation[J]. Nature, 2008, 455(7216):1124-1128.

[ 8 ] Orom UA, Nielsen FC, Lund AH. MicroRNA-10a binds the 5’UTR of ribosomal protein mRNAs and enhances their translation[J]. Mol Cell, 2008, 30(4):460-471.

[ 9 ] Li D, Wang A, Liu X, et al. MicroRNA-132 enhances transition from inflammation to proliferation during wound healing[J]. J Clin Invest, 2015, 125(8):3008-3026.

[10] Martinez-Nunez RT, Louafi F, Friedmann PS, et al. MicroRNA-155 modulates the pathogen binding ability of dendritic cells (DCs) by down-regulation of DC-specific intercellular adhesion molecule-3 grabbing non-integrin (DC-SIGN)[J]. J Biol Chem, 2009, 284(24):16334-16342.

[11] Yang LL, Liu JQ, Bai XZ, et al. Acute downregulation of miR-155 at wound sites leads to a reduced fibrosis through attenuating inflammatory response[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2014, 453(1):153-159.

[12] Tili E, Croce CM, Michaille JJ. miR-155: on the crosstalk between inflammation and cancer[J]. Int Rev Immunol, 2009, 28(5):264-284.

[13] Tili E, Michaille JJ, Cimino A, et al. Modulation of miR-155 and miR-125b levels following lipopolysaccharide/TNF-alpha stimulation and their possible roles in regulating the response to endotoxin shock[J]. J Immunol, 2007, 179(8):5082-5089.

[14] O’Connell RM, Rao DS, Baltimore D. microRNA regulation of inflammatory responses[J]. Annu Rev Immunol, 2012, 30:295-312.

[15] O’Connell RM, Chaudhuri AA, Rao DS, et al. Inositol phosphatase SHIP1 is a primary target of miR-155[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2009, 106(17):7113-7118.

[16] Rebane A, Runnel T, Aab A, et al. MicroRNA-146a alleviates chronic skin inflammation in atopic dermatitis through suppression of innate immune responses in keratinocytes[J]. J Allergy Clin Immunol, 2014, 134(4):836-847.

[17] Suarez Y, Wang C, Manes TD, et al. Cutting edge: TNF-induced microRNAs regulate TNF-induced expression of E-selectin and intercellular adhesion molecule-1 on human endothelial cells: feedback control of inflammation[J]. J Immunol, 2010, 184(1):21-25.

[18] Lu LF, Thai TH, Calado DP, et al. Foxp3-dependent microRNA155 confers competitive fitness to regulatory T cells by targeting SOCS1 protein[J]. Immunity, 2009, 30(1):80-91.

[19] Park H, Huang X, Lu C, et al. MicroRNA-146a and microRNA-146b regulate human dendritic cell apoptosis and cytokine production by targeting TRAF6 and IRAK1 proteins[J]. J Biol Chem, 2015, 290(5):2831-2841.

[20] Sheedy FJ, Palsson-McDermott E, Hennessy EJ, et al. Negative regulation of TLR4 via targeting of the proinflammatory tumor suppressor PDCD4 by the microRNA miR-21[J]. Nat Immunol, 2010, 11(2):141-147.

[21] Recchiuti A, Krishnamoorthy S, Fredman G, et al. MicroRNAs in resolution of acute inflammation: identification of novel resolvin D1-miRNA circuits[J]. FASEB J, 2011, 25(2):544-560.

[22] Das A, Ganesh K, Khanna S, et al. Engulfment of apoptotic cells by macrophages: a role of microRNA-21 in the resolution of wound inflammation[J]. J Immunol, 2014, 192(3):1120-1129.

[23] Yang X, Wang J, Guo SL, et al. miR-21 promotes keratinocyte migration and re-epithelialization during wound healing[J]. Int J Biol Sci, 2011, 7(5):685-690.

[24] Xu J, Wu W, Zhang L, et al. The role of microRNA-146a in the pathogenesis of the diabetic wound-healing impairment: correction with mesenchymal stem cell treatment[J]. Diabetes, 2012, 61(11):2906-2912.

[25] Li D, Li X, Wang A, et al. MicroRNA-31 promotes skin wound healing by enhancing keratinocyte proliferation and migration[J]. J Invest Dermatol, 2015, 135(6):1676-1685.

[26] Roy S, Khanna S, Rink C, et al. Characterization of the acute temporal changes in excisional murine cutaneous wound inflammation by screening of the wound-edge transcriptome[J]. Physiol Genomics, 2008, 34(2):162-184.

[27] Nakamachi Y, Kawano S, Takenokuchi M, et al. MicroRNA-124a is a key regulator of proliferation and monocyte chemoattractant protein 1 secretion in fibroblast-like synoviocytes from patients with rheumatoid arthritis[J]. Arthritis Rheum, 2009, 60(5):1294-1304.

[28] Pottier N, Maurin T, Chevalier B, et al. Identification of keratinocyte growth factor as a target of microRNA-155 in lung fibroblasts: implication in epithelial-mesenchymal interactions[J]. PLoS One, 2009, 4(8):e6718.

[29] Yu J, Peng H, Ruan Q, et al. MicroRNA-205 promotes keratinocyte migration via the lipid phosphatase SHIP2[J]. FASEB J, 2010, 24(10):3950-3959.

[30] Sundaram GM, Common JE, Gopal FE, et al. ‘See-saw’expression of microRNA-198 and FSTL1 from a single transcript in wound healing[J]. Nature, 2013, 495(7439):103-106.

[31] Viticchie G, Lena AM, Cianfarani F, et al. MicroRNA-203 contributes to skin re-epithelialization[J]. Cell Death Dis, 2012, 3(11):e435.

[32] Bertero T, Gastaldi C, Bourget-Ponzio I, et al. miR-483-3p controls proliferation in wounded epithelial cells[J]. FASEB J, 2011, 25(9):3092-3105.

[33] Fasanaro P, D’Alessandra Y, Di Stefano V, et al. MicroRNA-210 modulates endothelial cell response to hypoxia and inhibits the receptor tyrosine kinase ligand Ephrin-A3[J]. J Biol Chem, 2008, 283(23):15878-15883.

[34] Sen CK, Roy S. OxymiRs in cutaneous development, wound repair and regeneration[J]. Semin Cell Dev Biol, 2012, 23(9):971-980.

[35] Loscalzo J. The cellular response to hypoxia: tuning the system with microRNAs[J]. J Clin Invest, 2010, 120(11):3815-3817.

[36] Brancato SK, Albina JE. Wound macrophages as key regulators of repair: origin, phenotype, and function[J]. Am J Pathol, 2011, 178(1):19-25.

[37] Kulshreshtha R, Ferracin M, Wojcik SE, et al. A microRNA signature of hypoxia[J]. Mol Cell Biol, 2007, 27(5):1859-1867.

[38] Pin AL, Houle F, Guillonneau M, et al. miR-20a represses endothelial cell migration by targeting MKK3 and inhibiting p38 MAP kinase activation in response to VEGF[J]. Angiogenesis, 2012, 15(4):593-608.

[39] Caporali A, Meloni M, Vollenkle C, et al. Deregulation of microRNA-503 contributes to diabetes mellitus-induced impairment of endothelial function and reparative angiogenesis after limb ischemia[J]. Circulation, 2011, 123(3):282-291.

[40] Doebele C, Bonauer A, Fischer A, et al. Members of the microRNA-17-92 cluster exhibit a cell-intrinsic antiangiogenic function in endothelial cells[J]. Blood, 2010, 115(23):4944-4950.

[41] Wang B, Herman-Edelstein M, Koh P, et al. E-cadherin expression is regulated by miR-192/215 by a mechanism that is independent of the profibrotic effects of transforming growth factor-beta[J]. Diabetes, 2010, 59(7):1794-1802.

[42] Bonauer A, Carmona G, Iwasaki M, et al. MicroRNA-92a controls angiogenesis and functional recovery of ischemic tissues in mice[J]. Science, 2009, 324(5935):1710-1713.

[43] Lei Z, Li B, Yang Z, et al. Regulation of HIF-1alpha and VEGF by miR-20b tunes tumor cells to adapt to the alteration of oxygen concentration[J]. PLoS One, 2009, 4(10):e7629.

[44] Suarez Y, Fernandez-Hernando C, Yu J, et al. Dicer-dependent endothelial microRNAs are necessary for postnatal angiogenesis[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2008, 105(37):14082-14087.

[45] Harris TA, Yamakuchi M, Ferlito M, et al. MicroRNA-126 regulates endothelial expression of vascular cell adhesion molecule 1[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2008, 105(5):1516-1521.

[46] Wurdinger T, Tannous BA, Saydam O, et al. miR-296 regulates growth factor receptor overexpression in angiogenic endothelial cells[J]. Cancer Cell, 2008, 14(5):382-393.

[47] Wang S, Aurora AB, Johnson BA, et al. The endothelial-specific microRNA miR-126 governs vascular integrity and angiogenesis[J]. Dev Cell, 2008, 15(2):261-271.

[48] Chen Y, Gorski DH. Regulation of angiogenesis through a microRNA (miR-130a) that down-regulates antiangiogenic homeobox genes GAX and HOXA5[J]. Blood, 2008, 111(3):1217-1226.

[49] Kuehbacher A, Urbich C, Dimmeler S. Targeting microRNA expression to regulate angiogenesis[J]. Trends Pharmacol Sci, 2008, 29(1):12-15.

[50] Suarez Y, Fernandez-Hernando C, Pober JS, et al. Dicer dependent microRNAs regulate gene expression and functions in human endothelial cells[J]. Circ Res, 2007, 100(8):1164-1173.

[51] Hua Z, Lv Q, Ye W, et al. MiRNA-directed regulation of VEGF and other angiogenic factors under hypoxia[J]. PLoS One, 2006, 1(1):e116.

[52] Felli N, Fontana L, Pelosi E, et al. MicroRNAs 221 and 222 inhibit normal erythropoiesis and erythroleukemic cell growth via kit receptor down-modulation[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2005, 102(50):18081-18086.

[53] Xu J, Zgheib C, Hu J, et al. The role of microRNA-15b in the impaired angiogenesis in diabetic wounds[J]. Wound Repair Regen, 2014, 22(5):671-677.

[54] Li H, Chang L, Du WW, et al. Anti-microRNA-378a enhances wound healing process by upregulating integrin beta-3 and vimentin[J]. Mol Ther, 2014, 22(10):1839-1850.

[55] Hunt TK, Aslam RS, Beckert S, et al. Aerobically derived lactate stimulates revascularization and tissue repair via redox mechanisms[J]. Antioxid Redox Signal, 2007, 9(8):1115-1124.

[56] Cascio S, D’Andrea A, Ferla R, et al. miR-20b modulates VEGF expression by targeting HIF-1 alpha and STAT3 in MCF-7 breast cancer cells[J]. J Cell Physiol, 2010, 224(1):242-249.

[57] Rane S, He M, Sayed D, et al. Downregulation of miR-199a derepresses hypoxia-inducible factor-1alpha and Sirtuin 1 and recapitulates hypoxia preconditioning in cardiac myocytes[J]. Circ Res, 2009, 104(7):879-886.

[58] Ghatak S, Chan YC, Khanna S, et al. Barrier function of the repaired skin is disrupted following arrest of dicer in keratinocytes[J]. Mol Ther, 2015, 23(7):1201-1210.

[59] Caporali A, Emanueli C. MicroRNA regulation in angiogenesis[J]. Vascul Pharmacol, 2011, 55(4):79-86.

[60] Schober A, Nazari-Jahantigh M, Wei Y, et al. MicroRNA-126-5p promotes endothelial proliferation and limits atherosclerosis by suppressing Dlk1[J]. Nat Med, 2014, 20(4):368-376.

[61] Shilo S, Roy S, Khanna S, et al. Evidence for the involvement of miRNA in redox regulated angiogenic response of human microvascular endothelial cells[J]. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2008, 28(3):471-477.

[62] Wu C, So J, Davis-Dusenbery BN, et al. Hypoxia potentiates microRNA-mediated gene silencing through posttranslational modification of Argonaute2[J]. Mol Cell Biol, 2011, 31(23):4760-4774.

[63] Sinha M, Ghatak S, Roy S, et al. microRNA-200b as a switch for inducible adult angiogenesis[J]. Antioxid Redox Signal, 2015, 22(14):1257-1272.

[64] Suarez Y, Fernandez-Hernando C, Yu J, et al. Dicer-dependent endothelial microRNAs are necessary for postnatal angiogenesis[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2008, 105(37):14082-14087.

[65] Anand S, Majeti BK, Acevedo LM, et al. MicroRNA-132-mediated loss of p120RasGAP activates the endothelium to facilitate pathological angiogenesis[J]. Nat Med, 2010, 16(8):909-914.

[66] Poliseno L, Tuccoli A, Mariani L, et al. MicroRNAs modulate the angiogenic properties of HUVECs[J]. Blood, 2006, 108(9):3068-3071.

[67] Litz J, Krystal GW. Imatinib inhibits c-Kit-induced hypoxia-inducible factor-1alpha activity and vascular endothelial growth factor expression in small cell lung cancer cells[J]. Mol Cancer Ther, 2006, 5(6):1415-1422.

[68] Wang J, Gui Z, Deng L, et al. c-Met upregulates aquaporin 3 expression in human gastric carcinoma cells via the ERK signalling pathway[J]. Cancer Lett, 2012, 319(1):109-117.

[69] Elia L, Contu R, Quintavalle M, et al. Reciprocal regulation of microRNA-1 and insulin-like growth factor-1 signal transduction cascade in cardiac and skeletal muscle in physiological and pathological conditions[J]. Circulation, 2009, 120(23):2377-2385.

[70] Ciechomska M, O’Reilly S, Suwara M, et al. MiR-29a reduces TIMP-1 production by dermal fibroblasts via targeting TGF-β activated kinase 1 binding protein 1, implications for systemic sclerosis[J]. PLoS One, 2014, 9(12):e115596.

[71] Pastar I, Khan AA, Stojadinovic O, et al. Induction of specific microRNAs inhibits cutaneous wound healing[J]. J Biol Chem, 2012, 287(35):29324-29335.

[72] Jin Y, Tymen SD, Chen D, et al. MicroRNA-99 family targets AKT/mTOR signaling pathway in dermal wound healing[J]. PLoS One, 2013, 8(5):e64434.

[73] Wang JM, Tao J, Chen DD, et al. MicroRNA miR-27b rescues bone marrow-derived angiogenic cell function and accelerates wound healing in type 2 diabetes mellitus[J]. Arterioscler Thromb Vasc Biol, 2014, 34(1):99-109.

[74] Xu J, Wu W, Zhang L, et al. The role of microRNA-146a in the pathogenesis of the diabetic wound-healing impairment: correction with mesenchymal stem cell treatment[J]. Diabetes, 2012, 61(11):2906-2912.

[75] van Solingen C, Araldi E, Chamorro-Jorganes A, et al. Improved repair of dermal wounds in mice lacking microRNA-155[J]. J Cell Mol Med, 2014, 18(6):1104-1112.

[76] Tang H, Jin X, Li Y, et al. A large-scale screen for coding variants predisposing to psoriasis[J]. Nat Genet, 2014, 46(1):45-50.

[77] Ben-Shushan D, Markovsky E, Gibori H, et al. Overcoming obstacles in microRNA delivery towards improved cancer therapy[J]. Drug Deliv Transl Res, 2014, 4(1):38-49.

[78] Fasanaro P, Greco S, Ivan M, et al. microRNA: emerging therapeutic targets in acute ischemic diseases[J]. Pharmacol Ther, 2010, 125(1):92-104.

(收稿：2016-07-25；修回：2016-08-11)

(本文編輯：李圓圓)

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編委(以姓氏拼音為序)

陳博昌 丁 任 丁真奇 范順武 馮建民 付中國 顧立強 官 眾 郭曉山

郝永強 黃富國 霍洪軍 紀 方 李建民 梁 裕 廖 琦 林偉龍 劉祖德

呂維加 梅 炯 潘志軍 尚 劍 孫月華 湯亭亭 湯 欣 童培建 王 鋼

王 友 王 躍 王志堅 吳景明 吳克儉 肖建如 肖漣波 徐向陽 徐又佳

楊 軍 楊鐵毅 尹宗生 禹寶慶 俞光榮 于秀淳 張保中 張開剛 張 堃

張世民 張亞東 趙 杰 趙金忠 趙 黎 趙 群 周 方 周一新 周 躍

朱仕文

秘書

楊慶誠

200233， 上海交通大學(xué)附屬第六人民醫(yī)院骨科

柴益民 E-mail: ymchai@sjtu.edu.cn

10.3969/j.issn.1673-7083.2016.06.012