生物體內(nèi)甜菜堿脂的研究進(jìn)展

翁 倩， 徐繼林， 周成旭， 嚴(yán)小軍

(寧波大學(xué) 應(yīng)用海洋生物技術(shù)教育部重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室， 浙江 寧波 315211)

生物體內(nèi)甜菜堿脂的研究進(jìn)展

翁 倩， 徐繼林， 周成旭， 嚴(yán)小軍

(寧波大學(xué) 應(yīng)用海洋生物技術(shù)教育部重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室， 浙江 寧波 315211)

甜菜堿脂是一類極性膜脂，自然界中發(fā)現(xiàn)的有3類，分布于不同類別的生物中，其中最廣泛分布于藻類以及部分低等植物中，有著多種功能，最主要的作用是作為膜脂參與生物的生命活動(dòng)，對(duì)光合作用、植物抗逆以及藻類生物燃料的開發(fā)具有重要意義。不同生物體中的甜菜堿脂類別、含量以及分布均有差異，對(duì)甜菜堿脂的結(jié)構(gòu)、化學(xué)鑒定、細(xì)胞內(nèi)定位、理化性質(zhì)、生物合成及其分子生物學(xué)機(jī)理等多方面進(jìn)行綜述，并指出目前研究中仍需解決的問(wèn)題、可以拓展的方向，以便于對(duì)甜菜堿脂進(jìn)行更為深入地研究。

甜菜堿脂；DGTS；DGTA；DGCC

甜菜堿脂(Betaine Lipid，BL)是一類復(fù)雜的甘油脂，也是自然界中主要的極性甘油脂之一。甜菜堿脂主要存在于藻類、苔蘚植物、真菌和一些簡(jiǎn)單的原生動(dòng)物和光合細(xì)菌中，雖然在被子植物中很少發(fā)現(xiàn)，但是在一些產(chǎn)孢子植物中被檢測(cè)到，如蕨類和部分有節(jié)植物門的種類。甜菜堿脂分子成電中性，含有帶負(fù)電荷的羧基和帶正電荷的三甲基氨基，在中性pH時(shí)是兩性離子，生理pH下分子帶負(fù)電荷。海藻中已經(jīng)發(fā)現(xiàn)的甜菜堿脂有3類，分別是1, 2-二?；视?O-4′-(N,N,N-三甲基)高絲氨酸[1, 2-diacylglyceryl-O-4′-(N,N,N-trimethyl) homoserine, DGTS]、1, 2-二?；视?O-2′-(N,N,N-三甲基)-β-丙氨酸[1, 2-diacylglyceryl-O-2′-(N,N,N-trimethyl)-β-alanine, DGTA]以及1, 2-二?；视?3-O-(羧羥甲基)膽堿[1, 2-diacylglyceryl-3-O-(N-hydroxymethyl) choline, DGCC]，見圖1。這3類脂在海藻中的分布較廣泛，其中，DGTS在自然界中最常見，分類學(xué)研究表明，它可能是甜菜堿脂類演化過(guò)程中形成的第一類脂[1-2]。

1 甜菜堿脂的結(jié)構(gòu)

3類甜菜堿脂有類似的結(jié)構(gòu)，它們均由二酰基甘油與甜菜堿形成。甜菜堿脂含有一個(gè)極性基團(tuán)，該基團(tuán)通過(guò)一個(gè)醚鍵連接在甘油部分的sn-3位上，脂肪酸在sn-1和sn-2上進(jìn)行酯化。沒有磷或糖基團(tuán)。其中，甜菜堿部分的主鏈均含有3個(gè)碳，3類脂的不同點(diǎn)是羧基分布于3個(gè)不同的碳原子上。DGCC的羧羥甲基使甜菜堿部分的主邊上插入了一個(gè)氧；DGTS可以看成石莼氨酸甜菜堿經(jīng)酯化反應(yīng)得到的產(chǎn)物；DGTA是β-丙氨酸甜菜堿經(jīng)α-羥甲基與二酰甘油基連接得到的產(chǎn)物。甜菜堿脂的結(jié)構(gòu)與磷脂酰膽堿(phospahtidylcholine, PC)這種甘油酯比較相似[1-2]。

圖1 甜菜堿脂的結(jié)構(gòu)

在大部分藻類的DGTS中，甘油部分的sn-1位上的脂肪酸以飽和脂肪酸為主(主要是14:0和16:0)，而在sn-2位上，C18不飽和脂肪酸是主要的脂肪酸〔主要為18:2(n-6)和18:3(n-3)〕[3]。然而，海洋藻類在這兩個(gè)位置上卻可以含有高比例的多不飽和脂肪酸〔例如20:5(n-3)〕[3]。

甜菜堿脂的結(jié)構(gòu)和甘油磷脂酰膽堿的結(jié)構(gòu)中存在明顯的相似，盡管前者的相變溫度比相同脂肪酸組成成分的磷脂酰膽堿的稍高一點(diǎn)，但是這兩種脂與水混合后，其物理相行為大體相似。有一些證據(jù)表明某些生物體(并不是所有)的膜中的甜菜堿脂和磷脂酰膽堿的存在有著反比關(guān)系，這也說(shuō)明了它們至少某種程度上是可以相互替代[3]。例如，甜菜堿脂可以在缺少磷的情況下進(jìn)行積累[4]。

2 甜菜堿脂的檢測(cè)

甜菜堿脂可以從藻細(xì)胞或植物材料中提取，傳統(tǒng)檢測(cè)和分析的方法有二維薄層色譜法[5]。將甜菜堿脂從另一個(gè)脂或其它類型脂中分離出來(lái)使用的溶劑體系經(jīng)過(guò)了多次發(fā)展和改善。由于一定條件下DGTA在酸性溶液中易脫氨，所以不建議使用酸性試劑。二維薄層色譜法對(duì)甜菜堿脂的典型分離有過(guò)很多報(bào)道[6]。在鑒定DGTS或?qū)GTS和其他兩類甜菜堿脂區(qū)分開來(lái)的研究中，曾普遍用過(guò)的方法是化學(xué)染色法。DGTS中存在著季胺基團(tuán)，能與Dradendorff試劑發(fā)生反應(yīng)，因此常用該試劑來(lái)染色甜菜堿脂，從而區(qū)分DGTS和其它甜菜堿脂。Dradendorff試劑能與DGTS反應(yīng)，也能與PC反應(yīng)。但DGTS與Dradendorff試劑反應(yīng)后，斑點(diǎn)會(huì)呈現(xiàn)桔黃色，繼續(xù)噴灑試劑時(shí)顏色加深，而PC染色后，斑點(diǎn)最初顯淺黃色，但繼續(xù)噴灑試劑顏色不變。甜菜堿脂不被磷脂染色試劑染色。DGTS極性低于DGTA，DGTS比DGTA含更短更少的飽和脂肪酸。DGTA的標(biāo)準(zhǔn)品一般通過(guò)制備分離得到，該標(biāo)準(zhǔn)品也使用于DGTS和DGCC的定量，這是因?yàn)檫@3種甜菜堿脂享有一樣的季胺基團(tuán)，類似于PC的結(jié)構(gòu)特征，季胺基團(tuán)是正離子模式下電子出現(xiàn)殘留的地方，而且DGTS和DGTA是結(jié)構(gòu)異構(gòu)體。

可以通過(guò)核磁波譜(NMR)方法更準(zhǔn)確鑒定甜菜堿脂，其中1H-NMR和13C-NMR在建立這些脂的結(jié)構(gòu)中均很有用。三甲基氨的信號(hào)主要出現(xiàn)在1H-NMR的3.3 ppm以及13C-NMR的54 ppm處[3]。C4骨架的信號(hào)從甘油和脂?；男盘?hào)中明顯分離，因此有利于鑒定甜菜堿脂[3]。

隨著其他學(xué)科及儀器的發(fā)展，甜菜堿脂分析檢測(cè)的方法不斷改進(jìn)。紅外吸收光譜法以及質(zhì)譜法[7]也可用于確認(rèn)甜菜堿脂的結(jié)構(gòu)中，現(xiàn)在人們?cè)絹?lái)越多使用色譜質(zhì)譜以及不同技術(shù)相結(jié)合的方法進(jìn)行脂類的分析鑒定[8-9]，這樣省時(shí)方便且更準(zhǔn)確。Kind等[10]采用LC-QTOF、GC-MS方法定性測(cè)定藻類分泌物中的化合物，通過(guò)與質(zhì)譜數(shù)據(jù)庫(kù)匹配以及保留時(shí)間的篩選，將這些化合物一一鑒定列出，其中包含多種DGTS。Haigh等[11]結(jié)合質(zhì)譜以及核磁的方法，特征性描述了小球藻Chlorellaminutissima中DGTS的結(jié)構(gòu)特征，并且發(fā)現(xiàn)DGTS與MGDG水平呈負(fù)相關(guān)，DGTS水平隨著時(shí)間變化顯示明顯的波動(dòng)。Popendorf等[12]利用高效液相色譜-電噴霧電離-三重四極桿質(zhì)譜(HPLC-ESI-TQMS)方法定量測(cè)定浮游群落的極性甘油脂，包括3類甜菜堿脂，方法省時(shí)有效，市場(chǎng)無(wú)售的甜菜堿脂標(biāo)準(zhǔn)品則用制備HPLC方法自制獲得。

3 甜菜堿脂在細(xì)胞內(nèi)定位

甜菜堿脂是生物膜的組成成分，存在于多個(gè)地方，例如在蕨類植物荷葉鐵線蕨中的單倍體(配子體)和二倍體(孢子)組織中均有報(bào)道[13]。在孢子體中，葉柄和蕨葉復(fù)葉羽片中的DGTS含量相近，其中羽片是高度分化的主要光合器官。也有報(bào)道衣藻的葉綠體、類囊體膜以及核膜中含有DGTS。這些研究結(jié)果不代表葉綠體是DGTS積累的主要位點(diǎn)，事實(shí)上，杜氏鹽藻的分離質(zhì)膜含高濃度的DGTS。衣藻細(xì)胞中的高濃度DGTS只能解釋為DGTS是葉綠體外的膜的主要脂成分[14]，DGTA的細(xì)胞內(nèi)定位報(bào)道相對(duì)少些。

4 甜菜堿脂的理化性質(zhì)

PC和DGTS豐度的明顯相互作用表明DGTS和PS的物理和化學(xué)特性相似，有時(shí)它們?cè)诩?xì)胞內(nèi)的作用可以互相替換。通過(guò)差示掃描量熱法和熒光去極化法測(cè)定了DGTS的水性分散體從凝膠態(tài)到液晶態(tài)轉(zhuǎn)變的臨界溫度(Tm)[6]，結(jié)果發(fā)現(xiàn)DGTS和PC熱相變情況相似，DGTS的Tm比PC的Tm高6℃。由于DGTA純化時(shí)不太穩(wěn)定，因此其熱力學(xué)特性不清楚，該方面的研究有待加強(qiáng)。

5 甜菜堿脂的生物合成

甜菜堿脂生物合成的報(bào)道結(jié)果相似[15]，Eichenberger和Gribi[16]研究了缺磷酸鹽的紫細(xì)菌類球紅細(xì)菌(Rhodobactersphaeroides)DGTS的生物合成，該研究發(fā)現(xiàn)生物合成過(guò)程中有兩個(gè)必不可少的酶體系。第一個(gè)酶體系轉(zhuǎn)移S-酰苷甲硫氨酸的3-氨基-3羧丙基為1, 2-二?；?sn-甘油的3-羥基，以便形成中間產(chǎn)物二?；视徒z氨酸。第二個(gè)酶體系以3個(gè)連續(xù)步驟從S-腺苷甲硫氨酸轉(zhuǎn)移甲基以形成最后的產(chǎn)物DGTS。藻類試驗(yàn)的結(jié)果顯示，甜菜堿脂參與到脂肪酸從細(xì)胞質(zhì)到葉綠體的轉(zhuǎn)移，并且它們?cè)诩庸ず椭匦路峙錇槠渌惽?，可能是從頭合成的脂肪酸的主要受體。

體外DGTS的形成實(shí)驗(yàn)表明高絲氨酸和甲基基團(tuán)的前體均為S-酰苷-L-甲硫氨酸。DGTS的形成與內(nèi)質(zhì)網(wǎng)相關(guān)，并不是在質(zhì)體上。通過(guò)與高級(jí)植物PC以及磷脂酰乙醇胺的生物合成進(jìn)行類比，微粒體活性可能與內(nèi)質(zhì)網(wǎng)有關(guān)[17]。

5.1 DGTS極性頭部的來(lái)源

研究甜菜堿脂生物合成，極性頭部以及甘油和羥氨基酸連接形成的機(jī)制是關(guān)注的重點(diǎn)。雖然高絲氨酸可能是DGTS極性頭部的前體之一，但是外源性添加高絲氨酸卻不能影響衣藻DGTS的極性頭部的光合標(biāo)記[18]。然而，L-甲硫氨酸卻能有效降低光合作用的14CO2到DGTS的轉(zhuǎn)移，表明甲硫氨酸是DGTS極性頭部的前體。事實(shí)上放射性標(biāo)記L-甲硫氨酸已被特一性轉(zhuǎn)移入DGTS的極性頭部，C-1，C-3，C-4以及甲硫氨酸的S-甲基碳都被整合到DGTS的極性頭部[18]，這些研究均表明甲硫氨酸在DGTS的生物合成中起著“雙重”的作用，其中，甲硫氨酸的C4骨架是DGTS極性頭部的C4骨架的前體，甲硫氨酸的S-甲基基團(tuán)是DGTS的N-甲基基團(tuán)的前體?，F(xiàn)在還不太清楚形成一個(gè)DGTS分子需要多少甲硫氨酸分子，當(dāng)甲硫氨酸的第一個(gè)甲基通過(guò)分子內(nèi)遷移移向氨基時(shí)，三分子的甲硫氨酸可能會(huì)形成一個(gè)DGTS分子。甲硫氨酸是否是3個(gè)甲基的唯一來(lái)源也是未知的，DGTS的醚鍵連接的形成機(jī)制的研究一直沒有很大進(jìn)展，DGTS合成的體外體系的建立將有利于闡述該機(jī)制。

5.2 DGTS到DGTA的轉(zhuǎn)化

由于DGTA是由其它脂類合成的，所以DGTA在體外標(biāo)記試驗(yàn)中沒有明顯標(biāo)記，DGTS有可能是DGTA的前體。用棕鞭藻屬細(xì)胞的脈沖標(biāo)記[3,4-14C]甲硫氨酸試驗(yàn)可以研究DGTS與DGTA的前體與產(chǎn)物關(guān)系，將雙標(biāo)記DGTS(3H標(biāo)記甘油部分，14C標(biāo)記極性部分)外加入到棕鞭藻屬細(xì)胞中，可以直接證明DGTS到DGTA的轉(zhuǎn)化[15]。隱藻的[甲基-14C]甲硫氨酸或[3,4-14C]甲硫氨酸脈沖標(biāo)記試驗(yàn)[19]也可以證明DGTS與DGTA的前體與產(chǎn)物的關(guān)系，而DGTS到DGTA的轉(zhuǎn)變機(jī)制的研究還有待進(jìn)一步深入。由于C-1(羧基碳)在轉(zhuǎn)變過(guò)程中不守恒，因此羧基基團(tuán)到鄰位碳的遷移的可能性就被排除，羧基基團(tuán)必須從DGTS中去除，再將另一個(gè)羧基基團(tuán)引入到鄰位碳原子中[3]，而后者羧基基團(tuán)的給予者仍需鑒定。

5.3 ?；男揎?/p>

DGTS的?；鶊F(tuán)可以被外加入的脂肪酸快速標(biāo)記。Schlapfer和Eichenberger[20]在衣藻中試驗(yàn)發(fā)現(xiàn)，整合到DGTS的標(biāo)記油酸去飽和后成為亞油酸(雙鍵在C-5，6，C-9，10，和C-12，13的C18酸)以及亞油酸的異構(gòu)體，去飽和的基質(zhì)則是DGTS自身。

DGTA的脂肪酸成分似乎通過(guò)酰基交換進(jìn)行修飾，通過(guò)對(duì)DGTS和DGTA的脂肪酸成分比較發(fā)現(xiàn)，脂?；贒GTS轉(zhuǎn)變到DGTA的過(guò)程中或轉(zhuǎn)變過(guò)后被替換[15]。光合同化的碳整合到DGTA的酰基中的速度比較快，整合到DGTA的極性頭部的速度要慢些，這個(gè)結(jié)果也很好地支持了之前的假說(shuō)[19]。甘油部分的C-1和C-2的脂肪酸顯然是交換的，但是?；粨Q中涉及的酶研究仍需深入。

6 DGTS合成的分子生物學(xué)

分子生物學(xué)研究選取原核生物作為研究材料，原核生物結(jié)構(gòu)、代謝以及很多體系比真核生物簡(jiǎn)單，有利于研究的開展。光合紫細(xì)菌和根瘤菌中的DGTS合成的發(fā)現(xiàn)，為DGTS的研究開創(chuàng)了新局面。

生物在生長(zhǎng)過(guò)程中會(huì)遇到一定的生理逆境，如缺乏氮和磷時(shí)，高等植物和細(xì)菌會(huì)產(chǎn)生相應(yīng)的調(diào)節(jié)機(jī)制來(lái)應(yīng)對(duì)這種逆境脅迫。根瘤菌在缺磷的條件下能合成DGTS，但是phoB突變體在低磷和高磷的條件下均無(wú)法合成DGTS。Geiger等[7]研究苜蓿根瘤菌中的調(diào)節(jié)基因phoB介導(dǎo)膜脂DGTS的磷酸鹽壓力調(diào)控合成發(fā)現(xiàn)，通過(guò)激活參與磷酸鹽以及其他磷化合物的轉(zhuǎn)運(yùn)和同化的基因，細(xì)菌在缺少營(yíng)養(yǎng)鹽時(shí)作出反應(yīng)。一些土壤細(xì)菌產(chǎn)生其它的節(jié)省磷的機(jī)制。磷酸鹽受限的條件下，它們用不含磷的脂來(lái)取代膜磷脂。結(jié)果在低磷酸鹽濃度時(shí)，自由生存的微共生細(xì)菌根瘤菌(苜蓿)根瘤菌膜脂形式改變。生長(zhǎng)過(guò)程中磷酸鹽受限制時(shí)，硫脂、鳥氨酸脂和從頭合成的DGTS增加。根瘤菌phoCDET突變體，缺乏磷酸鹽的吸收，在低或高培養(yǎng)基磷酸鹽濃度下自發(fā)合成DGTS，這表明磷源轉(zhuǎn)運(yùn)到細(xì)胞質(zhì)的減少會(huì)引起誘導(dǎo)DGTS生物合成的反應(yīng)。在低或高磷酸鹽濃度下，根瘤菌phoU或phoB變異體不能形成DGTS。然而，phoU或phoB變異體均補(bǔ)充phoB-表達(dá)質(zhì)粒后，兩者在磷酸鹽受限時(shí)都能回復(fù)DGTS形成的能力，該現(xiàn)象表明，phoU與phoB兩個(gè)基因中，膜脂DGTS的生物合成只需要完整的phoB。DGTS的鑒定也可以借鑒使用該研究中使用的質(zhì)譜鑒定方法。該研究[7]表明缺磷時(shí)DGTS合成的調(diào)控基因是phoB，而調(diào)控的活性形式則為磷酸化phoB表達(dá)蛋白phoB。

光合紫細(xì)菌在缺磷時(shí)能合成DGTS，Klug和Benning[21]用化學(xué)誘變法篩選出兩個(gè)DGTS的突變體，其在低磷水平時(shí)也無(wú)法合成DGTS，之后利用基因恢復(fù)以及插入失活的方法探索出btaA和btaB這兩個(gè)基因是導(dǎo)致突變的基因，由此還提出了DGTS合成過(guò)程中的btaA和btaB功能假說(shuō)。

Riekhof等[22]用生物信息學(xué)的方法鑒定了衣藻基因組中的編碼蛋白BTA1Cr，由于它的序列類似于Rhodobactersphaeroides的DGTS生物合成所需的兩個(gè)蛋白BtaARs和BtaBRs，所以研究者預(yù)測(cè)它就是衣藻中DGTS生物合成的有效蛋白。BTA1Cr編碼的功能蛋白作用類似于直系同源中細(xì)菌蛋白質(zhì)，而BTA1Cr的異源性單獨(dú)表達(dá)導(dǎo)致了Escherichiacoli.中的DGTS的積累。此外，該蛋白還作為衣藻中純化脂滴的第二大主要蛋白。由此Khozin-Goldberg和Cohen[23]提出假設(shè)，認(rèn)為DGTS在脂滴形成過(guò)程中的作用或許類似于PC在其它生物體油體形成時(shí)的功能，由于DGTS與PC的性質(zhì)相似，它可以取代衣藻質(zhì)體外膜的PC，所以一定程度上該假設(shè)是存在的。隨著研究的深入，Riekhof等[24]結(jié)合生物信息學(xué)分析，再次證實(shí)細(xì)菌和衣藻中編碼DGTS生物合成酶的基因是bta1。最新研究[4]進(jìn)一步發(fā)現(xiàn)植物和動(dòng)物病原體的真菌基因組同樣編碼其DGTS生物合成的酶促機(jī)構(gòu)，在磷限制時(shí)，真菌也會(huì)合成DGTS。在真菌缺磷調(diào)節(jié)子的調(diào)控下，DGTS的生物合成僅與bta1 編碼的DGTS合成酶相關(guān)，由NUC-1/Pho4p轉(zhuǎn)錄因子介導(dǎo)。通過(guò)釀酒酵母脂質(zhì)代謝的合理再造(該釀酒酵母的PC被DGTS完全取代)，表明膜生物合成和細(xì)胞器組裝的基本過(guò)程是可行的，并且能保證工程菌株的正常生長(zhǎng)。

7 甜菜堿脂的研究意義

Armada等[25]結(jié)合HPLC/ESI-TOF-MS方法研究PseudoisochrysisparadoxaVLP和DiacronemavlkianumVLP兩種微藻中極性脂的組成，對(duì)藻中的甜菜堿脂和脂肪酸差異進(jìn)行重點(diǎn)比較分析。該研究有助于了解微藻重要類別的脂成分與分類學(xué)的復(fù)雜關(guān)系，使用脂肪酸和完整極性脂作為營(yíng)養(yǎng)標(biāo)記也有益于進(jìn)一步準(zhǔn)確認(rèn)識(shí)初級(jí)生產(chǎn)者在食物網(wǎng)中的作用。甜菜堿脂可以作為一種生物標(biāo)記物[25]。甜菜堿脂與微藻的生長(zhǎng)和耐鹽性有關(guān)[26]，DGTS的含量測(cè)定有助于了解生長(zhǎng)或耐鹽的機(jī)制，進(jìn)而有益于培養(yǎng)出更多的所需微藻[27]。此外，通過(guò)了解脂代謝的變化差異，可以認(rèn)識(shí)取樣區(qū)域的環(huán)境特征以及控制生物分布的環(huán)境因子，比如少量的基于磷酸鹽的完整極性脂可以反映出該區(qū)域磷酸鹽限制[28]，將脂研究與生態(tài)學(xué)研究結(jié)合起來(lái)，增加了環(huán)境研究的指標(biāo)和方法。

Banskota等[29]從微綠球藻Nannochloropsisgranulata中分離了6種甜菜堿脂，這些脂具有劑量依賴的NO抑制活性，抑制RAW264.7巨噬細(xì)胞的脂多糖誘導(dǎo)的NO生成。進(jìn)一步研究表明這些甜菜堿脂通過(guò)下調(diào)誘導(dǎo)NO合成酶的表達(dá)，抑制巨噬細(xì)胞中NO的產(chǎn)生，這個(gè)發(fā)現(xiàn)指出該脂或許可以開發(fā)成為一種抗炎劑。這是DGTS有抗炎活性的首次報(bào)道。試驗(yàn)通過(guò)半制備型HPLC分離制得6種甜菜堿脂，結(jié)合UV、MS、1H和13C NMR進(jìn)行分析鑒定。該研究還報(bào)道了DGTS抑制NO生成的效果與脂肪酸相關(guān)，結(jié)合了EPA或是結(jié)合了EPA和二十四烯酸的DGTS比其他DGTS擁有更好的NO活性，這意味著增加脂肪酸側(cè)鏈的不飽和度可能會(huì)增強(qiáng)NO抑制活性。作用機(jī)制與DGTS對(duì)巨噬細(xì)胞中誘導(dǎo)NO合成酶的表達(dá)作用相關(guān)。在LPS刺激的RAW264.7巨噬細(xì)胞中，DGTS可以下調(diào)iNOS蛋白質(zhì)水平，因此甜菜堿脂抑制NO生成的機(jī)制可以解釋為，通過(guò)下調(diào)iNOS表達(dá)實(shí)現(xiàn)抑制作用，而不是僅僅通過(guò)與脂肪酸的不飽和鍵反應(yīng)來(lái)實(shí)現(xiàn)。該研究首次提出甜菜堿脂將作為潛在的抗炎劑來(lái)源，為醫(yī)藥、保健品以及功能食品產(chǎn)業(yè)的產(chǎn)品開發(fā)提供了新的思路。

8 展望

甜菜堿脂的研究，可以結(jié)合體內(nèi)能量轉(zhuǎn)變的研究[30]，也可以延伸到與其他脂的代謝轉(zhuǎn)變關(guān)系研究中[31]。Poulson-Ellestad等[32]研究海洋浮游群落競(jìng)爭(zhēng)作用時(shí)發(fā)現(xiàn)，硅藻的能量代謝發(fā)生變化且細(xì)胞的保護(hù)機(jī)制受阻，包括細(xì)胞膜的成分改變，這與Riekhof等[24]報(bào)道的甜菜堿脂合成與膜磷脂的降解有關(guān)是相符的。Roche和Leblond[33]研究Chlorarachniophytes中的甜菜堿脂，通過(guò)質(zhì)譜方法來(lái)闡述了甜菜堿脂和其他脂的結(jié)構(gòu)以及結(jié)構(gòu)變化的機(jī)理，通過(guò)結(jié)構(gòu)的分析以及物理化學(xué)性質(zhì)的闡釋，推測(cè)了甜菜堿脂與其他脂存在的關(guān)系，并指出未來(lái)的研究工作可以深入到以前沒有涉及的屬的甜菜堿脂的研究。內(nèi)質(zhì)網(wǎng)上甜菜堿脂的不同脂組成與內(nèi)質(zhì)網(wǎng)上存在的各延伸酶及去飽和酶的酶活性有關(guān)，了解相關(guān)基因組信息就可以完全破譯甜菜堿脂合成的機(jī)理。Leblond等[9]指出未來(lái)的研究可以關(guān)注甜菜堿脂與半乳糖脂合成的關(guān)系，這包括甜菜堿脂及半乳糖脂合成涉及的基因的鑒定，也包括測(cè)定半乳糖脂合成酶的酶作用物的特異性的差異。只要確定了基因，就可以破譯出半乳糖脂以及甜菜堿脂生物合成的脂基因質(zhì)體系譜，從而進(jìn)行比較。

[1]Dembitsky V M. Betaine ether-linked glycerolipids: chemistry and biology. [J]. Prog Lipid Res, 1996, 35: 1-51.

[2]Kunzler K, Eichenberger W. Betaine lipids and zwitterionic phospholipids in plants and fungi[J]. Phytochem, 1997, 46: 883-892.

[3]Sato N. Betaine lipids. [J]. Bot Mag Tokyo, 1992, 105: 185-197.

[4]Riekhof W R, Naik S, Bertrand H, et al. Phosphate starvation in fungi induces the replacement of phosphatidylcholine with the phosphorus-free betaine lipid diacylglyceryl-N,N,N-trimethylhomoserine [J]. Eukaryotic Cell, 2014, 13: 749-757.

[5]馮福應(yīng). 海洋小球藻Chlorellasp. 甘油脂及脂肪酸、光合色素特征的研究. [D]. 北京：中國(guó)科學(xué)院研究生院(植物研究所), 2003.

[6]Sato N, Murata N. Transition of lipid phase in aqueous dispersions of diacylglyceryltrimethylhomoserine. [J]. Biochim Biophys Acta, 1991, 1082: 108-111.

[7]Geiger O, Rohrs V, Weissenmayer B, et al. The regulator genephoBmediates phosphate stress-controlled synthesis of the membrane lipid diacylglyceryl-N,N,N-trimethylhomoserine inRhizobium(Sinorhizobium)meliloti[J]. Mol Microbiol, 1999, 32: 63-73.

[8]Manninen P, Laakso P, Kallio H. Separation of gamma and alpha linolenic acid containing triacylglycerols to capillary supercritical fluid chromatography[J]. Lipids, 1995, 30: 665-671.

[9]Leblond J D, Dahmen A S, Dodson V J, et al. Characterization of the betaine lipids, diacylglyceryl-N,N,N-trimethylhomoserine (DGTS) and diaclyglycerylhydroxymethyl-N,N,N-trimethyl-β-alanine (DGTA), in brown- and green-pigmented raphidophytes. [J]. Algolog Studies, 2013, 142: 17-28.

[10]Kind T, Meissen J K, Yang D, et al. Qualitative analysis of algal secretions with multiple mass spectrometric platforms[J]. J of Chromat A, 2012, 1244: 139-147.

[11]Haigh W G, Yoder T F, Ericson L, et al. The characterisation and cyclic production of a highly unsaturated homoserine lipid inChlorellaminutissima[J]. Biochim et Biophysi Acta, 1996, 1299: 183-190.

[12]Popendorf K J, Fredricks H F, Van Mooy B A S. Molecular ion-independent quantification of polar glycerolipid classes in marine plankton using triple quadrupole MS [J]. Lipids, 2013, 48: 185-195.

[13]Heinzelmann S M, Bale N J, Hopmans E C, et al. Critical assessment of glyco-and phospholipid separation by using silica chromatography. [J]. Appl Environ Microbiol, 2014, 80: 360-365.

[14]Mendiola-Morgenthaler L, Eichenberger W, Boschetti A. Isolation of chloroplast envelopes fromChlamydomonas. Lipid and polypeptide composition. [J]. Plant Sci, 1985, 41: 97-104.

[15]Vogel G, Eichenberger W. Betaine lipids in lower plants. Biosynthesis of DGTS and DGTA inOchromonasdanica(Chrysophyceae) and the possible role of DGTS in lipid metabolism[J]. Plant Cell Physiol, 1992, 33: 427-436.

[16]Eichenberger W, Gribi C. Lipids ofPavlovalutheri: cellular site and metabolic role of DGCC[J]. Phytochem, 1997, 45: 1561-1567.

[17]Moore T S, Du Z, Chen Z. Membrane lipid biosynthesis inChlamydomonasreinhardtii. In vitro biosynthesis of diacylglyceryltrimethylhomoserine[J]. Plant Phys, 2001, 125: 423-429.

[18]Sato N. Dual role of methionine in the biosynthesis of diacylglyceryltrimethylhomoserine inChlamydomonasreinhardtii[J]. Plant Physiol, 1988, 86: 931-934.

[19]Sato N. Lipid inCryptomonasCR-1. Ⅱ. Biosynthesis of betaine lipids and galactolipids[J]. Plant Cell Physiol, 1991, 32: 845-851.

[20]Schlapfer P, Eichenberger W. Evidence for the involvement of diacylglyceryl(N,N,N-trimethyl)homoserine in the desaturation of oleic and linoleic acids inChlamydomonasreinhardi(Chlorophyceae)[J]. Plant Sci Lett, 1983, 32: 243-252.

[21]Klug R M, Benning C. Two enzymes of diacylglyceryl-O-4′-(N,N,N-trimethyl) homoserine biosynthesis are encoded bybtaAandbtaBin the purple bacteriumRhizobiummeliloti[J]. Proc Natl Acad Sci, 2001, 98(10): 5910-5915.

[22]Riekhof W R, Andre C, Benning C. Two enzymes, BtaA and BtaB, are sufficient for betaine lipid biosynthesis in bacteria[J]. Arch Biochem Biophys, 2005, 441: 96-105.

[23]Khozin-Goldberg I, Cohen Z. Unraveling algal lipid metabolism: recent advances in gene identification[J]. Biochimie, 2011, 93: 91-100.

[24]Riekhof W R, Sears B B, Benning C. Annotation of genes involved in glycerolipid biosynthesis inChlamydomonasreinhardtii: discovery of the betaine lipid synthase BTA1Cr[J]. Eukaryotic Cell, 2005, 4: 242-252.

[25]Armada I, Hachero-Cruzado I, Mazuelos N, et al. Differences in betaine lipids and fatty acids betweenPseudoisochrysisparadoxaVLP andDiacronemavlkianumVLP isolates (Haptophyta)[J]. Phytochem, 2013, 95: 224-233.

[26]Laloknam S, Tanaka K, Buaboocha T, et al. Halotolerant cyanobacteriumAphanothecehalophyticacontains a betaine transporter actine at alkaline pH and high salinity[J]. Appl Environ Microbiol, 2006, 72: 6018-6026.

[27]Nakanishi K, Deuchi K. Culture of a high-chlorophyll-producing and halotolerantChlorellavulgaris[J]. J Biosci Bioeng, 2014, 117: 617-619.

[28]Rossel P E, Elvert M, Ramette A, et al. Factors controlling the distribution of anaerobic methanotrophic communities in marine environments: evidence from intact polar membrane lipids[J]. Geochi et Cosmochi Acta, 2011, 75: 164-184.

[29]Banskota A H, Stefanova R, Sperker S, et al. New diacylglyceryltrimethylhomoserines from the marine microalgaNannochloropsisgranulataand their nitric oxide inhibitory activity[J]. J Appl Phycol, 2013, 25: 1513-1521.

[30]Obata T, Fernie A R, Nunes-Nesi A. The central carbon and energy metabolism of marine diatoms[J]. Metabolites, 2013, 3: 325-346.

[31]Liu B, Benning C. Lipid metabolism in microalgae distinguishes itself[J]. Plant Biotech, 2013, 24: 300-309.

[32]Poulson-Ellestad K L, Jones C M, Roy J, et al. Metabolomics and proteomics reveal impacts of chemically mediated competition on marine plankton. Proceedings of the National Academy of the Sciences of the United States of America, 2014, doi: 10.1073/pnas.1402130111.

[33]Roche S A, Leblond J D. Betaine lipids in chlorarachniophytes[J]. Phycological Res, 2010, 58: 298-305.

Progress in betaine lipid research

WENG Qian, XU Ji-lin, ZHOU Cheng-xu, YAN Xiao-jun

(Key Laboratory of Applied Marine Biotechnology Ministry of Education, Ningbo University, Ningbo 315211, China)

Betaine lipids, as one type of polar membrane lipids, have a total of three types in nature. They are distributed in various organisms, especially in algae and some of the lower plants, with a variety functions participating in biological activity as membrane lipids and playing an important role in photosynthesis, plant stress resistance and the development of algae biofuel. In addition, the type, content and distribution of betaine lipids depend on organisms. This paper described the structure, chemical identification, intracellular localization, physicochemical properties, biosynthesis and molecular biology of betaine lipids, meanwhile points out outstanding problems and further development in present study that aims to make an intensive study of betaine lipids.

betaine lipid; DGTS; DGTA; DGCC

2014-08-15；

2014-09-17

國(guó)家自然科學(xué)基金(31172448); 教育部博士點(diǎn)基金優(yōu)先發(fā)展領(lǐng)域項(xiàng)目(20133305130001); 寧波市科技攻關(guān)項(xiàng)目(2013C10014，2014C10005); 浙江省公益性項(xiàng)目(2014C32081); 浙江海洋技術(shù)創(chuàng)新團(tuán)隊(duì)項(xiàng)目(2012R10029); 寧波市海洋藻類技術(shù)創(chuàng)新團(tuán)隊(duì)項(xiàng)目(2011B81007)

翁倩，從事微型藻類生化研究，E-mail: wengqian1989@163.com；

徐繼林，研究員，主要研究方向?yàn)楹Ｑ笪⒃迳锘瘜W(xué)研究，E-mail: xujilin@nbu.edu.cn。

R151.1

A

2095-1736(2015)02-0087-05

doi∶10.3969/j.issn.2095-1736.2015.02.087