真核生物和原核生物mRNA 5′至3′方向的降解機制

許禔森，李學貴，焦德杰，謝兆輝，戴忠民

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真核生物和原核生物mRNA 5′至3′方向的降解機制

許禔森1,2，李學貴1,2，焦德杰1,2，謝兆輝1,2，戴忠民1,2

1. 德州學院生命科學學院，德州 253023；2. 山東省高校生物技術(shù)與生物資源利用重點實驗室，德州 253023

RNA降解是基因表達調(diào)節(jié)的重要途徑，影響很多生命活動。近來，mRNA降解機制有了很多新發(fā)現(xiàn)，如真核生物中發(fā)現(xiàn)了一種mRNA末端尿苷化介導的脫帽機制，和一條不依賴exosome的3′→5′的mRNA降解途徑。雖然真核生物與原核生物mRNA降解途徑非常相似，通常都有3種：內(nèi)切降解、5′→3′外切降解和3′→5′外切降解等，但兩者mRNA降解途徑之間也存在很多差異，如5′→3′方向的外切降解是真核生物mRNA最重要的降解途徑之一，但其在細菌中作用非常弱，且只在革蘭氏陽性菌中發(fā)現(xiàn)。mRNA降解的研究不僅深化了人們對這一過程的認識，而且有助于新型藥物的研發(fā)，以防御寄生蟲、病毒或治療人類疾病(如癌癥)等。文章主要綜述了真核生物和原核生物mRNA 5′→3′方向的降解機制，并對其應(yīng)用前景進行了展望。

5′→3′ mRNA降解；基因表達；真核生物mRNA；原核生物mRNA；藥物

mRNA穩(wěn)定性的調(diào)控對基因表達調(diào)節(jié)具有重要意義，有時這種調(diào)控可以占到基因表達調(diào)節(jié)作用的50%[1]。通常真核生物與原核生物mRNA降解方式都包括5′→3′方向降解、內(nèi)切降解和3′→5′方向降解等3種方式。其中5′→3′方向是真核生物mRNA最重要的降解途徑之一，相關(guān)的酶突變可以引起細胞個體增大、減數(shù)分裂阻滯、染色體端?？s短、生長減慢等癥狀，嚴重時可以致死。雖然5′→3′方向的降解途徑不是原核生物mRNA主要的降解途徑，至今也只在革蘭氏陽性菌中發(fā)現(xiàn)，但相關(guān)的酶卻是革蘭氏陽性菌正常生長所必需的。近年來，人們對真核與原核兩類生物mRNA降解方式的認識有了很大的進展。例如。原來一直認為真核生物3′→5′方向的降解只有exosome介導的一條途徑，最近卻發(fā)現(xiàn)還可能存在另一條獨立于exosome的途徑[2]。此外，隨著對mRNA降解途徑細節(jié)方面的認識， mRNA降解途徑將來很有可能會成為藥物研發(fā)的新靶標，以更好地防御病原體，如細菌、病毒和線蟲類害蟲等；或更好地治療人類疾病(如癌癥和脊髓性肌肉萎縮癥等)。本文主要綜述了真核生物和細菌mRNA 5′→ 3′方向的降解方式，并對其應(yīng)用前景進行了展望。

1 真核生物mRNA 5′→3′方向的降解

參與真核生物mRNA 5′→3′方向降解的核酸酶主要為XRN1(Exoribonucleases 1)，因為其活性中心不能容納三磷酸核苷酸或帽子結(jié)構(gòu)，所以XRN1發(fā)揮作用前首先需要清除起穩(wěn)定作用的mRNA 5′端帽子結(jié)構(gòu)—7-甲基鳥苷三磷酸(m7Gppp)。

1.1 mRNA的脫帽酶及其輔助因子

目前發(fā)現(xiàn)的脫帽酶主要包括廣泛表達的Nudix家族的水解酶Dcp2和Nudt16，和一些表達不太廣泛的非Nudix家族的水解酶，如酵母()中的Rai1(Rat1 interacting protein 1)和Dxo1等[3]。最近的研究發(fā)現(xiàn)，除了Dcp2和Nudt16，Nudix家族的其他水解酶，如Nudt2、Nudt3、Nudt12、Nudt15、Nudt17和Nudt19也都有脫帽酶活性，其中Nudt17和Nudt19與Dcp2相似，也可以形成m7GDP，這說明真核生物中也許還有很多未被發(fā)現(xiàn)的脫帽酶[4]。目前發(fā)現(xiàn)的這些脫帽酶在不同生物中的表達不同，如果蠅()中只有一種，哺乳動物則至少可以表達兩種；而且它們之間也存在靶標特異性或功能冗余，如在無義介導的mRNA降解(Nonsense-mediated mRNA decay, NMD)途徑中，Dcp2被優(yōu)先利用，在富含AU序列(AU-rich element, ARE)介導的降解途徑中，Dcp2和Nudt16分別作用于不同的mRNA，而在miRNA介導的降解途徑中，Dcp2和Nudt16存在功能冗余[5]。

Dcp2是目前研究最為清楚的脫帽酶，其發(fā)揮活性不僅需要與Dcp1形成Dcp1-Dcp2復(fù)合物，而且在不同生物中還需要不同類型的激活蛋白，如Pat1 (protein associated with topoisomerase II)、Edc1-4(enhancer of decapping 1-4)、Dhh1(DExH/D-box RNA helicase 1)、Lsm1-7和Scd6等。這些激活蛋白根據(jù)作用機制可以分三類：第一類可以直接激活脫帽酶，如Edc3，其包含一個Sm-結(jié)構(gòu)域，可以直接結(jié)合和激活Dcp2；第二類可以通過抑制翻譯起始，以改變翻譯起始和脫帽之間的競爭關(guān)系，間接的激活脫帽活性，如 Dhh1和Scd6；第三類既可以直接激活脫帽酶Dcp2，也可以抑制翻譯起始，如Pat1。Pat1是一個多功能蛋白，可以在不同生物中與Dcp1-Dcp2復(fù)合物、脫帽激活因子(Dhh1、Ed3、Lsm1-7)、核酸外切酶XRN1和脫腺苷化復(fù)合物Ccr4(Carbon catabolite repression 4)-Not(negative on TATA-less )等相互作用[6]。最近，有研究報道了人類脫帽復(fù)合物組裝的過程：其中脫帽激活因子Edc4為組裝平臺，其N-末端結(jié)構(gòu)域為DCP1三聚體提供結(jié)合位點，C-末端α-結(jié)構(gòu)域為DCP2和XRN1提供結(jié)合位點，DCP1的EVH1結(jié)構(gòu)域則通過與DCP2的NRD結(jié)構(gòu)域相互作用激活DCP2的脫帽活性，這種結(jié)構(gòu)非常利于已經(jīng)脫帽的mRNA迅速轉(zhuǎn)運給XRN1進行降解[7]。

1.2 脫帽作用的引發(fā)

以前，通常把引發(fā)脫帽的機制分為2種：脫腺苷化依賴性的脫帽和不依賴于脫腺苷化的脫帽，最近發(fā)現(xiàn)3′-末端尿苷化可能也是一種引發(fā)脫帽的機制。

1.2.1 脫腺苷化依賴性的脫帽

脫腺苷化依賴性的脫帽不僅是真核生物mRNA最主要的脫帽方式(圖1A，①⑤)，也是降解途徑的限速步驟，脫腺苷化過程一般分為兩個階段，分別由Pan2(PABP-dependent poly(A)nuclease 2)-Pan3和CCR4–NOT兩個復(fù)合物催化(圖1，①、⑤)。Pan2-Pan3復(fù)合物中具有催化活性的為Pan2，但其不能直接結(jié)合mRNA，所以往往需要Pan3先以二聚體形式結(jié)合到poly(A)尾巴上，再招募Pan2以催化脫腺苷化反應(yīng)[8]。Pan3上的兩個結(jié)構(gòu)——PAM2(PABP interacting motif 2)結(jié)構(gòu)域和N-端鋅指結(jié)構(gòu)和假激酶區(qū)/C-端結(jié)構(gòu)域有利于其先被招募，前者可以與poly(A)結(jié)合蛋白的C-端結(jié)構(gòu)域發(fā)生相互作用，后者可以直接結(jié)合到poly(A)上[8]。Pan3上臨近PAM2結(jié)構(gòu)域的一些絲氨酸或蘇氨酸還可以通過磷酸化修飾，調(diào)節(jié)Pan3與PABP之間的相互作用，及其Pan3的招募過程[9]。

當poly(A)縮短到20~25nt之后，PABP會從poly(A)上解離，Pan2-Pan3脫腺苷化的活性受阻，第二階段開始，由Ccr4-Not去除剩下的腺苷酸殘基[8]。許多蛋白可以起到招募Ccr4-Not的作用，如果蠅中的CUP/9和Smaug蛋白、人類生殖干細胞中Nanos的同源蛋白[10]、ARE-介導的mRNA降解途徑中的TTP (tristetraprolin)蛋白[11]、NMD途徑中的SMG7蛋白[12]和miRNA途徑中的GW182蛋白[13]。其中在哺乳動物和果蠅的miRNA途徑中，GW182蛋白不僅可以直接結(jié)合Ccr4-Not復(fù)合物，而且還可以與脫帽激活因子HPat相互作用，并充當miRNA反應(yīng)中各因子結(jié)合的平臺[13]。

當poly(A)進一步縮短到只有約10~15nt時，因為Lsm1-7復(fù)合體偏愛結(jié)合寡聚poly(A)，所以Lsm1-7可以與Pat1蛋白形成Lsm1-7/Pat1復(fù)合物，結(jié)合到寡聚poly(A)上，并在Dhh1的共同作用下，抑制mRNA的翻譯起始。最近的研究證明，單獨的Lsm1-7或Pat1不僅結(jié)合RNA的能力非常弱，而且也沒有識別寡聚poly(A)的能力，只有組裝成Lsm1-7-Pat1復(fù)合物后才可以結(jié)合到寡聚poly(A)上[14]。推測可能是Pat1的C-末端結(jié)構(gòu)域通過與Lsm1-7復(fù)合體中的Lsm2和Lsm3亞基的相互作用介導了上述復(fù)合物的形成[15]，Lsm1-7/Pat1復(fù)合物結(jié)合以后便可以招募DCP1-DCP2進行mRNA脫帽反應(yīng)[16]。因為脫腺苷化有時也可以通過Pan2-Pan3獨立完成，所以有研究認為Pan2-Pan3與Ccr4-Not之間可能存在功能冗余[8]。

1.2.2 不依賴于脫腺苷酸化的脫帽

酵母中有少數(shù)mRNA可以不經(jīng)過脫腺苷化，直接進行脫帽(圖1A，⑥)，如釀酒酵母()中編碼Rps28b(Ribosomal protein S28 B)蛋白的mRNA和編碼脫帽激活蛋白Edc1的mRNA。原來曾認為Rps28b蛋白可以直接結(jié)合到自身mRNA 3′-端非翻譯區(qū)(Untranslated region, UTR)中的莖環(huán)結(jié)構(gòu)上，直接招募Edc3和脫帽酶引發(fā)脫帽[17]。但最近卻發(fā)現(xiàn)，Rps28b并不能直接結(jié)合上述莖環(huán)結(jié)構(gòu)，相反可能是Edc3先結(jié)合莖環(huán)結(jié)構(gòu)，以后Rps28b再結(jié)合到Edc3上，以調(diào)節(jié)Edc3的活性[18]。Edc1 mRNA的3′-UTR中沒有頸環(huán)結(jié)構(gòu)，但具有Poly(U) 序列，這個序列可以與mRNA末端Poly(A) 尾巴形成雙鏈結(jié)構(gòu)，從而阻斷脫腺苷化過程，引發(fā)不依賴于脫腺苷化的脫帽[19]。NMD降解mRNA的方式有多種，在釀酒酵母中，NMD中的一些蛋白因子就可以直接招募DCP1-DCP2脫帽復(fù)合物，使mRNA進行不依賴于脫腺苷化的脫帽和5′→3′方向降解[20]，如核心蛋白UPF1，且這種作用還可以通過其磷酸化/脫磷酸化修飾而受到調(diào)節(jié)[12, 20]。最近的研究還發(fā)現(xiàn)，在某些情況下，miRNA可以通過提高脫帽復(fù)合物中相關(guān)酶或蛋白的濃度，介導靶標mRNA進行非脫腺苷化引發(fā)的脫帽降解[21]。目前，mRNA的這種不依賴于脫腺苷化的脫帽降解機制主要在酵母中發(fā)現(xiàn)，在哺乳動物中是否存在還不清楚[22]。

圖1 真核生物和原核生物mRNA 5′→3′方向的降解機制

A：真核生物mRNA 5′→3′方向的降解。①脫腺苷化；②寡聚poly(A)末端的尿苷化；③poly(A)末端的直接尿苷化；④尿苷化介導的脫帽；⑤脫腺苷化依賴性的脫帽；⑥不依賴脫腺苷化的脫帽；⑦尿苷化介導的脫帽；⑧XRN1從5′端降解mRNA。B：真核生物組蛋白mRNA 5′→3′方向的降解。①末端尿苷化；②脫帽；③XRN1從5′端降解。C：細菌mRNA 5′→3′方向的降解。①去除焦磷酸；②RNase J1/J2從5′端降解mRNA。

1.2.3 3′-末端尿苷化引發(fā)的脫帽

3′-末端尿苷化引發(fā)的脫帽是最近才發(fā)現(xiàn)的一種引發(fā)mRNA脫帽的機制，最早在組蛋白的mRNA(圖1B)上發(fā)現(xiàn)，組蛋白mRNA的3′-末端沒有poly(A)尾巴，但具有頸環(huán)結(jié)構(gòu)。其脫帽過程首先需要在其3′-末端進行寡聚尿苷化，以形成一個尿苷酸殘基組成的尾巴，并以此作為平臺招募Lsm1-7和DCP1- DCP2等進行脫帽反應(yīng)[23]。不具有poly(A)尾巴的還有mRNA內(nèi)切后的上游片段，這些片段往往可以被exosome在3′→5′方向降解，但在人類()、小鼠()和擬南芥()中，mRNA被miRNA內(nèi)切后產(chǎn)生的上游產(chǎn)物，類似組蛋白mRNA，也發(fā)生了3′-末端尿苷化介導的脫帽反應(yīng)，且Lsm1-7復(fù)合物還可以結(jié)合到尿苷酸尾巴上，穩(wěn)定該片段的3′-末端[24]。

上述末端尿苷化介導的脫帽過程也可以發(fā)生在具有poly(A)尾巴的mRNA上，但尿苷化過程可能直接發(fā)生在完整的poly(A)之后，如粟酒裂殖酵母()的和mRNA。這些mRNA首先需要尿苷酸轉(zhuǎn)移酶Cid1在完整的poly(A)之后先進行尿苷化，再進行脫帽(圖1A，③、⑦)，推測這時尿苷化與脫腺苷化在引發(fā)脫帽方面可能存在功能冗余[25]。末端尿苷化也可能發(fā)生在poly(A)被部分脫腺苷化之后，如擬南芥和構(gòu)巢曲霉()。擬南芥中這種尿苷化過程不僅可以引發(fā)脫帽和5′→3′方向的降解(圖1A，②、④)，而且還可以阻止mRNA從3′方向降解，以保證最后一輪翻譯過程得到完整的產(chǎn)物[26]。構(gòu)巢曲霉mRNA的尿苷化主要發(fā)生在poly(A)被降解到大約15nt左右時，并且往往尿苷化伴隨著胞苷化，形成一個尿苷酸和胞苷酸組成的雜合尾巴，突變上述末端修飾酶會導致脫帽速率大大降低[27]。最近又發(fā)現(xiàn)，mRNA末端尿苷化不僅可以引發(fā)脫帽和5′→3′的降解，也可以改變mRNA 3′→5′方向降解的方式，這種降解過程不需要exosome，但需要一種新發(fā)現(xiàn)的3′→5′外切核酸酶DIS3L2(DIS3-like exonuclease 2)，推測其可能是一種3′→5′方向降解mRNA的新途徑[28]。由于很多生物具有Cid1同源物，所以推測尿苷化也許是一種廣泛存在且保守的引發(fā)mRNA降解的機制[25]。

1.3 5′→3′方向的降解

脫帽反應(yīng)完成之后，帽子結(jié)構(gòu)以m7GDP形式釋放，mRNA則被核酸外切酶XRNs在5′→3′方向降解。動物中的核酸外切酶往往為XRN1，XRN1可以與脫帽復(fù)合物直接發(fā)生相互作用。如酵母XRN1可以直接與Pat1的C-末端結(jié)構(gòu)域相互作用[29]；果蠅XRN1的C-末端DBM(DCP1-binding motif)基序可以與DCP1的EVH1結(jié)構(gòu)域直接相互作用[30]；人類XRN1可以直接與Edc4的C-末端α-結(jié)構(gòu)域相互作用[7]等。推測XRN1與脫帽復(fù)合物在結(jié)構(gòu)上的密切聯(lián)系，可以使脫帽的mRNA迅速轉(zhuǎn)運給XRN1進行降解。最近發(fā)現(xiàn)，XRN1不僅可以降解mRNA，而且還可以進入細胞核充當轉(zhuǎn)錄調(diào)節(jié)因子，增強多種mRNA的表達水平，尤其那些高效表達的基因，所以有人稱XRN1為“合成降解酶(Synthegradase)”[31]。研究還發(fā)現(xiàn)，XRN1的靶標基因傾向于表達不穩(wěn)定的mRNA，推測在胞漿中非常不穩(wěn)定的mRNAs主要被XRN1優(yōu)先降解；中等穩(wěn)定的mRNAs可以被Xrn1降解，也可以被exosome降解；而穩(wěn)定的mRNAs則主要被exosome降解[31]。

由于釋放的帽子—m7GDP為甲基化的核苷酸，所以細胞需要快速清除這種修飾核苷酸，以防止它們摻入核酸的正常合成而造成危害。原來曾認為這是由DcpS (Decapping Scavenger)催化的，所以DcpS曾被認為可以參與兩個方向的mRNA降解：在3′→5′方向?qū)⒚弊觤7GpppN形成m7GMP，在5′→3′方向?qū)⒚弊觤7GDP形成m7GMP[32]。但最近發(fā)現(xiàn)，在人類、線蟲()和酵母中，DcpS雖然對m7GDP有非常高的親和力，但實際上它不僅不能降解m7GDP，而且m7GDP還有可能會競爭性的抑制其活性，干擾其正常的生物學功能[33]。最近在果蠅中發(fā)現(xiàn)了一種5′→3′方向新的核苷酸酶—CG3362 (基因編碼)，它不僅可以將m7GMP 水解成7-甲基鳥苷和無機磷酸，也可以將帽子結(jié)構(gòu)m7GDP 水解成核苷和兩個無機磷酸，但它是否真的是體內(nèi)m7GDP的降解酶還需要進一步驗證[34]。

2 細菌mRNA的5′→3′方向的降解

mRNA 5′→3′方向的降解方式在細菌中不普遍，目前只發(fā)現(xiàn)了一種參與這個方向降解的核酸酶—RNase J，且一般也只存在于革蘭氏陽性菌中。RNase J通常具有5′→3′外切和內(nèi)切兩種活性，并在一個活性中心完成，這是第一次發(fā)現(xiàn)同一個活性位點完成兩種酶切活性。RNase J的內(nèi)切酶活性專一于單鏈RNA，沒有序列或位置特異性，因為酶結(jié)合底物主要識別RNA的核糖與磷酸形成的骨架鏈，而不是識別堿基[35]。不同于內(nèi)切酶活性，RNase J表現(xiàn)外切酶活性時，因為其底物的結(jié)合區(qū)域只能容納單磷酸核苷酸，不能容納三磷酸核苷酸，所以其外切酶活性需要RNA的5′端為單磷酸或羥基形式[35]。因為原核生物mRNA的5′端往往為三磷酸形式，所以需要另一種酶完成單磷酸形式的轉(zhuǎn)化(圖1C)，這種酶為細菌的RNA焦磷酸水解酶RppH(RNA pyrophosphohydrolase)，不同細菌中轉(zhuǎn)化的方式有所差異?？莶輻U菌()的RppH可以依次去除γ和β位的磷酸，大腸桿菌的RppH則是將γ和β位的磷酸以焦磷酸形式去除，盡管大腸桿菌mRNA沒有5′→3′方向的降解途徑，但是上述轉(zhuǎn)化往往也是大腸桿菌內(nèi)切酶必需的[36]。在有些細菌中，RNase J具有兩種同源性形式：RNase J1和RNase J2，如枯草桿菌和金黃色葡萄球菌()，且兩者往往形成異二聚體或異四聚體，推測可能RNase J1表現(xiàn)活性，而RNase J2只起結(jié)構(gòu)蛋白的作用[37]。由于RNase J的外切酶活性是革蘭氏陽性菌正常生長所必需的，內(nèi)切酶活性是次要的，而RNase J2 的外切酶活性比RNases J1低至少2個數(shù)量級，有時還只表現(xiàn)內(nèi)切酶活性，所以RNases J1往往是細菌生長所必需的，而RNase J2 是非必需的。推測通過基因拷貝，一些細菌之所以表達兩種RNase J，可能與內(nèi)切酶和外切酶之間的活性轉(zhuǎn)變有關(guān)，是一種功能的精細調(diào)節(jié)方式[37]。除了方向性，RNase J1還有一個特點不同于細菌其他3′→5′核酸外切酶，也就是它可以徹底降解mRNA，包括寡聚核苷酸片段[38]，由于其中一些2~5nt長的寡聚核苷酸片段(nanoRNAs)可以充當轉(zhuǎn)錄的引物[39]，所以RNase J1還可以通過改變細菌轉(zhuǎn)錄的起始，影響細菌的基因的表達。

細菌中RNase J 往往與其他的酶或蛋白形成復(fù)雜的降解體(Degradosome)結(jié)構(gòu)，且這種現(xiàn)象在革蘭氏陽性菌中非常保守，如金黃色葡萄球菌的降解體復(fù)合物包括RNase J1、RNase J2、RNase Y、PNPase、烯醇化酶、磷酸果糖激酶和解鏈酶RnpA等[40]。最近在菌幽門螺桿菌()中研究發(fā)現(xiàn)，這種降解體結(jié)構(gòu)可以與翻譯中的核糖體相互作用，說明這種降解體不僅參與mRNA降解過程，還可以影響蛋白質(zhì)的翻譯，使mRNA降解與蛋白質(zhì)翻譯相互偶聯(lián)[41]。這種現(xiàn)象原來曾認為只存在于真核生物[42]，這是首次發(fā)現(xiàn)細菌RNA的降解復(fù)合體也可以與翻譯復(fù)合物相互作用，說明這種現(xiàn)象可能在生物界廣泛存在。

除了細菌，又在古細菌、藍細菌和葉綠體中發(fā)現(xiàn)RNase J，編碼RNase J的核基因在植物中也普遍存在，葉綠體中RNase J不僅可以縮短葉綠體mRNA的5′端，還可以參與葉綠體mRNAs的成熟[43]。最近的研究也揭示，RNase J還可以參與細菌RNase P的RNA和16S rRNA 5′-端的成熟加工，所以RNase J可能具有多種生物學功能，如RNA的成熟、轉(zhuǎn)錄后調(diào)節(jié)和RNA降解等[37]。

3 5′→3′方向mRNA降解機制研究與藥物研發(fā)

5′→3′方向mRNA 降解機制的深入研究有可能為藥物研發(fā)提供新靶標，如A族乙型溶血性鏈球菌可以引發(fā)多種疾病，由于RNase J是其生長必需的，所以有研究認為RNase J很有可能會成為將來治療相關(guān)疾病的靶標，且相關(guān)的實驗也已經(jīng)開始并取得了一定的進展[44]。過去基因治療的靶標主要集中在DNA，這很容易產(chǎn)生不可逆轉(zhuǎn)的危害，而基于翻譯水平的治療手段則可以避免這種情況。帽子類似物原來主要用于RNA的代謝研究，現(xiàn)在這些類似物已經(jīng)開始用于藥物研究。如在人類的很多癌癥中，翻譯的起始因子eIF4E通常會超表達，而抑制eIF4E可以抑制癌細胞生長，推測通過合成的帽子類似物破壞eIF4E–mRNA的帽子復(fù)合物結(jié)構(gòu)，可以成為治療癌癥和脊髓性肌肉萎縮癥的新途徑[45,46]。在不同生物中，由于甲基化的程度或位置不同，mRNA往往存在多種不同的帽子結(jié)構(gòu)，已經(jīng)發(fā)現(xiàn)血吸蟲()和線蟲與哺乳動物mRNA 有著不同的帽子結(jié)構(gòu)，人類eIF4E對這種帽子親和力比上述害蟲eIF4E低數(shù)百倍，所以深入了解上述害蟲eIF4E結(jié)合帽子的機制，非常有利于研發(fā)新型且廣譜的抗寄生蟲藥物[47]。此外，脫帽本身可能也具有一定的抗病毒功能，如崩芽病毒()可以從昆蟲向哺乳動物傳染多種疾病，這些病毒不能形成自身mRNA的帽子結(jié)構(gòu)，通過劫取宿主帶有帽子結(jié)構(gòu)的短mRNA片段作為自身mRNA合成的引物。果蠅脫帽酶Dcp2 和兩個脫帽激活因子DDX6和LSM7對多種崩芽病毒都有抗性作用[48]。而脊髓灰質(zhì)炎病毒感染可以直接導致Dcp1a和Pan3降解，在病毒感染之前表達Dcp1則可以抑制這種病毒的感染[49]。最近研究發(fā)現(xiàn)，很多進化各異的(+)RNA病毒，如獸棚病毒()，在其基因組復(fù)制的關(guān)鍵階段都會用到脫帽激活因子Lsm1-7、Pat1和Dhh1等，所以針對這3種蛋白也有可能會開發(fā)出廣譜的抗病毒藥物[50]。

4 結(jié)語與展望

綜上所述，真核與原核生物mRNA 5′→3′方向的降解細節(jié)雖有不同，但過程非常相似(表1)：先去除mRNA 5′端的保護結(jié)構(gòu)，如真核生物的帽子結(jié)構(gòu)或細菌中三磷酸結(jié)構(gòu)，再利用5′→3′外切酶降解。有趣的是，細菌mRNA雖然沒有帽子結(jié)構(gòu)，但其RppH也具有脫帽酶活性，這揭示脫帽活性可能出現(xiàn)在真核生物mRNA的帽子結(jié)構(gòu)出現(xiàn)之前[4]，這也與高度保守真核生物的Dcp2與細菌RppH在進化上具有親緣關(guān)系的特點一致[51]。此外，兩類生物涉及降解的酶和蛋白因子往往都形成大的復(fù)合物結(jié)構(gòu)，如細菌的降解體或真核生物的P-body。但是細菌的降解體往往成分更復(fù)雜，包含多個方向的核酸酶，甚至還有一些非mRNA降解相關(guān)的酶。由于參與3′→5′方向的外切酶復(fù)合物exosome獨立于P-body，所以曾經(jīng)認為真核生物mRNA兩個方向的外切降解途徑在空間上是分開的，P-body從5′→3′外切酶降mRNA，exosome從3′→5′方向的外切酶降mRNA[54]。但是最近發(fā)現(xiàn)，真核生物3′→5′方向降解mRNA的另一個核酸酶Dis3L2可以與P-body共沉降，推測可能位于P-body中[2]，這不僅是第一次發(fā)現(xiàn)P-body具有3′→5′方向外切酶的活性，也進一步驗證了真核生物mRNA在3′→5′方向的降解至少存在exosome和Dis3L2依賴性的兩條途徑。雖然真核生物Xrn1與細菌RNase J具有相似的功能，但兩者在三維結(jié)構(gòu)、催化機制和結(jié)合口袋的氨基酸組成上存在明顯差異，推測生物可能歷經(jīng)至少2次進化，才形成了上述兩種類型的5′→3′方向的核酸外切酶[52]。其實不僅這2種酶，真核生物和原核生物mRNA降解過程中的很多核酸酶都有非常大的差異，所以細菌mRNA降解過程也許可以提供很多新的藥物靶標，以應(yīng)對越來越嚴重的細菌耐藥性難題[53]。

表1 真核生物與原核生物胞漿mRNA 5′→3′方向降解機制的比較

現(xiàn)在還不清楚為什么細菌中最弱的降解途徑，在很多真核生物中轉(zhuǎn)化為了最強的降解過程之一，而細菌中最強的降解途徑—內(nèi)切降解，卻是真核生物中最弱的。也許是由于原核生物的mRNA是多順反子，長度較長，內(nèi)切有利于迅速降解，以適應(yīng)細菌快速繁殖。而真核生物mRNA是單順反子，長度變短，且穩(wěn)定性需要提高，所以內(nèi)切降解的作用下降了。另外，由于真核生物蛋白質(zhì)翻譯起始需要識別帽子結(jié)構(gòu)，而5′→3′降解可以通過脫帽使mRNA迅速失去模板功能，所以在一定程度上可以起到原核生物通過內(nèi)切快速降低mRNA模板功能的特點。另外，真核生物5′→3′方向優(yōu)于3′→5′降解的另一個特點是可以防止形成長短不一的有害蛋白質(zhì)，因為一旦翻譯起始，mRNA的3′端影響很大。如在擬南芥中，為保證最后一輪翻譯過程得到完整的產(chǎn)物，往往通過mRNA末端尿苷酸化阻止的3′方向的降解[26]。此外，5′→3′方向降解復(fù)合物的組裝，往往需要3′端相關(guān)復(fù)合物招募，而結(jié)合到3′端的Lsm1-7復(fù)合物也可以保護3′端的作用。細胞為了防止由于mRNA模板原因，導致翻譯過程異常終止，而產(chǎn)生有害的蛋白質(zhì)的情況，已經(jīng)進化出了多種質(zhì)量控制機制，如NMD、No-go降解(No-go decay, NGD)和Non-stop降解(Non-stop decay, NSD)[55]。當然這些都是推測，還有待進一步證實。但是鑒于mRNA降解在基因表達調(diào)節(jié)中的重要作用，且目前一些降解細節(jié)還不是十分清楚，所以對其進行深入研究將具有重要的理論意義和深遠的應(yīng)用價值。

[1] Cheadle C, Fan JS, Cho-Chung YS, Werner T, Ray J, Do L, Gorospe M, Becker KG. Control of gene expression during T cell activation: alternate regulation of mRNA transcription and mRNA stability., 2005, 6: 75.

[2] Malecki M, Viegas SC, Carneiro T, Golik P, Dressaire C, Ferreira MG, Arraiano CM. The exoribonuclease Dis3L2 defines a novel eukaryotic RNA degradation pathway.,2013, 32(13): 1842–1854.

[3] Chang JH, Jiao XF, Chiba K, Oh C, Martin CE, Kiledjian M, Tong L. Dxo1 is a new type of eukaryotic enzyme with both decapping and 5′-3′ exoribonuclease activity., 2012, 19(10): 1011–1017.

[4] Song MG, Bail S, Kiledjian M. Multiple Nudix family proteins possess mRNA decapping activity.,2013, 19(3): 390–399.

[5] Li Y, Song MG, Kiledjian M. Differential utilization of decapping enzymes in mammalian mRNA decay pathways., 2011, 17(3): 419–428.

[6] Haas G, Braun JE, Igreja C, Tritschler F, Nishihara T, Izaurralde E. HPat provides a link between deadenylation anddecapping in metazoa.,2010, 189(2): 289–302.

[7] Chang CT, Bercovich N, Loh B, Jonas S, Izaurralde E. The activation of the decapping enzyme DCP2 by DCP1 occurs on the EDC4 scaffold and involves a conserved loop in DCP1., 2014, 42(8): 5217–5233.

[8] Wolf J, Valkov E, Allen MD, Meineke B, Gordiyenko Y, McLaughlin SH, Olsen TM, Robinson CV, Bycroft M, Stewart M, Passmore LA. Structural basis for Pan3 binding to Pan2 and its function in mRNA recruitment and deadenylation, 2014, 33(14): 1514–1526.

[9] Huang KL, Chadee AB, Chen CY, Zhang YQ, Shyu AB. Phosphorylation at intrinsically disordered regions of PAM2 motif-containing proteins modulates their interactions with PABPC1 and influences mRNA fate., 2013, 19(3): 295–305.

[10] Bhandari D, Raisch T, Weichenrieder O, Jonas S, Izaurralde E. Structural basis for the Nanos-mediated recruitment of the CCR4-NOT complex and translational repression., 2014, 28(8): 888–901.

[11] Barckmann B, Simonelig M. Control of maternal mRNA stability in germ cells and early embryos., 2013, 1829(6–7): 714–724.

[12] Loh B, Jonas S, Izaurralde E. The SMG5-SMG7 heterodimer directly recruits the CCR4-NOT deadenylase complex to mRNAs containing nonsense codons via interaction with POP2., 2013, 27(19): 2125–2138.

[13] Bari?i?-J?ger E, Kr?cioch I, Hosiner S, Antic S, Dorner S. HPat a decapping activator interacting with the miRNA effector complex.2013, 8(8): e71860.

[14] Chowdhury A, Kalurupalle S, Tharun S. Pat1 contributes to the RNA binding activity of the Lsm1–7-Pat1 complex., 2014, 20(9): 1465–1475.

[15] Wu DH, Muhlrad D, Bowler MW, Jiang SM, Liu Z, Parker R, Song HW. Lsm2 and Lsm3 bridge the interaction of the Lsm1-7 complex with Pat1 for decapping activation., 2014, 24(2): 233–246.

[16] Sharif H, Conti E. Architecture of the Lsm1–7-Pat1 complex: a conserved assembly in eukaryotic mRNA turnover.,2013, 5(2): 283–291.

[17] Badis G, Saveanu C, Fromont-Racine M, Jacquier A. Targeted mRNA degradation by deadenylation-independent decapping., 2004, 15(1): 5–15.

[18] He F, Li CF, Roy B, Jacobson A. Yeast Edc3 targetsmRNA for decapping by binding to a 3′ untranslated region decay-inducing regulatory element.,2014, 34(8): 1438–1451

[19] Muhlrad D, Parker R. The yeast EDC1 mRNA undergoes deadenylation-independent decapping stimulated by Not2p, Not4p, and Not5p., 2005, 24(5): 1033–1045

[20] Nagarajan VK, Jones CI, Newbury SF, Green PJ. XRN 5′→3′ exoribonucleases: structure, mechanisms and functions.,2013, 1829(6–7): 590–603.

[21] Nishihara T, Zekri L, Braun JE, Izaurralde E. miRISC recruits decapping factors to miRNA targets to enhance their degradation., 2013, 41(18): 8692–8705.

[22] Chen CYA, Shyu AB. Deadenylation and P-bodies. In: Chan EKL, Fritzler MJ, eds. Ten Years of Progress in GW/P Body Research. New York: Springer, 2013: 183–195.

[23] Su W, Slepenkov SV, Slevin MK, Lyons SM, Ziemniak M, Kowalska J, Darzynkiewicz E, Jemielity J, Marzluff WF, Rhoads RE. mRNAs containing the histone 3′ stem-loop are degraded primarily by decapping mediated by oligouridylation of the 3′ end., 2013, 19(1): 1–16.

[24] Song MG, Kiledjian M. 3′ Terminal oligo U-tract-mediated stimulation of decapping., 2007, 13(12): 2356–2365.

[25] Rissland OS, Norbury CJ. Decapping is preceded by 3′ uridylation in a novel pathway of bulk mRNA turnover., 2009, 16(6): 616–623.

[26] Sement FM, Ferrier E, Zuber H, Merret R, Alioua M, Deragon JM, Bousquet-Antonelli C, Lange H, Gagliardi D. Uridylation prevents 3′ trimming of oligoadenylated mRNAs., 2013, 41(14): 7115–7127.

[27] Morozov IY, Jones MG, Razak AA, Rigden DJ, Caddick MX. CUCU modification of mRNA promotes decapping and transcript degradation in., 2010, 30(2): 460–469.

[28] Gallouzi IE, Wilusz J. A DIStinctively novel exoribonuclease that really likes U., 2013, 32(13): 1799–1801.

[29] Nissan T, Rajyaguru P, She MP, Song HW, Parker R. Decapping activators inact by multiple mechanisms., 2010, 39(5): 773–783.

[30] Braun JE, Truffault V, Boland A, Huntzinger E, Chang CT, Haas G, Weichenrieder O, Coles M, Izaurralde E. A direct interaction between DCP1 and XRN1 couples mRNA decapping to 5′ exonucleolytic degradation., 2012, 19(12): 1324–1231.

[31] Medina DA, Jordán-Pla A, Millán-Zambrano G, Chávez S, Choder M, Pérez-Ortín JE. Cytoplasmic 5′-3′ exonuclease Xrn1p is also a genome-wide transcription factor in yeast., 2014, 5: 1.

[32] Liu HD, Kiledjian M. Scavenger decapping activity facilitates 5′ to 3′ mRNA decay., 2005, 25(22): 9764–9772.

[33] Wypijewska A, Bojarska E, Lukaszewicz M, Stepinski J, Jemielity J, Davis RE, Darzynkiewicz E. 7-methylguan-osine diphosphate (m7GDP) is not hydrolyzed but strongly bound by decapping scavenger (DcpS) enzymes and potently inhibits their activity., 2012, 51(40): 8003–8013.

[34] Buschmann J, Moritz B, Jeske M, Lilie H, Schierhorn A, Wahle E. Identification ofand human 7-met-hyl GMP-specific nucleotidases., 2013, 288(4): 2441–2451.

[35] Richards J, Liu QS, Pellegrini O, Celesnik H, Yao SY, Bechhofer DH, Condon C, Belasco JG. An RNA pyropho-sphohydrolase triggers 5′-exonucleolytic degradation of mRNA in., 2011, 43(6): 940–949.

[36] Laalami S, Zig L, Putzer H. Initiation of mRNA decay in bacteria.,2014, 71(10): 1799–1828.

[37] Linder P, Lemeille S, Redder P. Transcriptome-wide analyses of 5′-ends in RNase J mutants of a gram-positive pathogen reveal a role in RNA maturation, regulation and degradation., 2014, 10(2): e1004207.

[38] Fang M, Zeisberg WM, Condon C, Ogryzko V, Danchin A, Mechold U. Degradation of nanoRNA is performed by multiple redundant RNases in Bacillus subtilis., 2009, 37(15): 5114–5125.

[39] Goldman SR, Sharp JS, Vvedenskaya IO, Livny J, Dove SL, Nickels BE. NanoRNAs prime transcription initiation.,2011, 42(6): 817–825.

[40] Roux CM, DeMuth JP, Dunman PM. Characterization of components of the Staphylococcus aureus mRNA degradosome holoenzyme-like complex., 2011, 193(19): 5520–5526.

[41] Redko Y, Aubert S, Stachowicz A, Lenormand P, Namane A, Darfeuille F, Thibonnier M, De Reuse H. A minimal bacterial RNase J-based degradosome is associated with translating ribosomes., 2013, 41(1): 288–301.

[42] Hu WQ, Sweet TJ, Chamnongpol S, Baker KE, Coller J. Co-translational mRNA decay incerevisiae., 2009, 461(7261): 225–229.

[43] Luro S, Germain A, Sharwood RE, Stern DB. RNase J participates in a pentatricopeptide repeat protein-mediated 5′ end maturation of chloroplast mRNAs., 2013, 41(19): 9141–9151.

[44] Hu HP, Mao SL, Bugrysheva JV, Pruett S, Liotta DC, Scott JR, Snyder JP. Group A streptococcus inhibitors by high-throughput virtual screening., 2014, 82: 120–126.

[45] Li S, Jia Y, Jacobson B, McCauley J, Kratzke R, Bitterman PB, Wagner CR. Treatment of breast and lung cancer cells with a N-7 benzyl guanosine monophosphate tryptamine phosphoramidate pronucleotide (4Ei-1) results in chemosensitization to gemcitabine and induced eIF4E proteasomal degradation., 2013, 10(2): 523–531.

[46] Ziemniak M, Strenkowska M, Kowalska J, Jemielity J. Potential therapeutic applications of RNA cap analogs.,013, 5(10): 1141–1172.

[47] Yoffe Y, Léger M, Zinoviev A, Zuberek J, Darzynkiewicz E, Wagner G, Shapira M. Evolutionary changes in the Leishmania eIF4F complex involve variations in the eIF4E-eIF4G interactions., 2009, 37(10): 3243–3253.

[48] Hopkins KC, McLane LM, Maqbool T, Panda D, Gordesky-Gold B, Cherry S. A genome-wide RNAi screen reveals that mRNA decapping restricts bunyaviral replication by limiting the pools of Dcp2-accessible targets for cap-snatching., 2013, 27(13): 1511–1525.

[49] Dougherty JD, Reineke LC, Lloyd RE. mRNA decapping enzyme 1a (Dcp1a)-induced translational arrest through protein kinase R (PKR) activation requires the N-terminal enabled vasodilator-stimulated protein homology 1 (EVH1) domain., 2014, 289(7): 3936–3949.

[50] Giménez-Barcons M, Alves-Rodrigues I, Jungfleisch J, Van Wynsberghe PM, Ahlquist P, Díez J. The cellular decapping activators LSm1, Pat1, and Dhh1 control the ratio of subgenomic to genomic Flock House virus RNAs., 2013, 87(11): 6192–6200.

[51] Deshmukh MV, Jones BN, Quang-Dang DU, Flinders J, Floor SN, Kim C, Jemielity J, Kalek M, Darzynkiewicz E, Gross JD. mRNA decapping is promoted by an RNA-bind-ing channel in Dcp2., 2008, 29(3): 324–336.

[52] Kulkarni M, Ozgur S, Stoecklin G. On track with P-bodies., 2010, 38(Pt 1): 242–251.

[53] Dorléans A, Li de la Sierra-Gallay I, Piton J, Zig L, Gilet L, Putzer H, Condon C. Molecular basis for the recognition and cleavage of RNA by the bifunctional 5′-3′ exo/endoribonuclease RNase J., 2011, 19(9): 1252–1261.

[54] Eidem TM, Roux CM, Dunman PM. RNA decay: a novel therapeutic target in bacteria., 2012, 3(3): 443–454.

[55] Shoemaker CJ, Green R. Translation drives mRNA quality control., 2012, 9(6): 594–601.

(責任編委: 宋旭)

Mechanism of 5′-to-3′ degradation of eukaryotic and prokaryotic mRNA

Tisen Xu1,2, Xuegui Li1,2, Dejie Jiao1,2, Zhaohui Xie1,2, Zhongmin Dai1,2

RNA degradation plays an important role in modulating gene expression and it affects multiple biological processes. There are three common degradation mechanisms of eukaryotic and prokaryotic mRNA: endonucleolytic, 5′-to-3′ and 3′-to-5′ exonucleolytic degradation. Differences do exist between the two kingdoms. For example, although the 5′-to-3′ exoribonucleolytic degradation is the primary degradation mechanism of eukaryotic mRNA, it plays a minimal role in bacteria, and only in Gram-positive bacteria. Recently, novel RNA degradation mechanisms have been revealed, such as a new eukaryotic mRNA decapping mode mediated by 3′-uridylation and a new 3′-to-5′ degradation pathway independent of exosome. These accumulating discoveries not only deepen the insight of mRNA degradation mechanisms, but also may contribute to the development of novel therapeutic drugs targeting parasites, viruses or cancer. In this review, we summarize the current knowledge of 5′-to-3′ exonucleolytic degradation pathway of eukaryotic and prokaryotic mRNA, and its future therapeutic perspectives.

5′-to-3′ mRNA degradation; gene expression; eukaryotic mRNA; prokaryotic mRNA; drugs

2014-10-26;

2014-11-27

國家自然科學基金項目(編號: 31271667)資助

許禔森，副教授，研究方向：微生物遺傳學。E-mail: jnxxx123@163.com

10.16288/j.yczz.14-368

2015-1-19 16:51:16

http://www.cnki.net/kcms/detail/11.1913.R.20150119.1651.001.html