楊攀麗,王鳳翔,甘 瑾,何 釗,孫 龍,馮 穎,王成業(yè)**,趙 敏**
(1.中國林業(yè)科學研究院 高原林業(yè)研究所,云南 昆明 650224;2.南京林業(yè)大學 林學院,江蘇 南京 210037;3.國家林業(yè)和草原局資源昆蟲培育與利用重點實驗室,云南 昆明 650224;4.云南師范大學 生命科學學院,云南 昆明 650500)
全球人口數(shù)量預計在2050 年超過90 億,這將給世界各國尤其是發(fā)展中國家?guī)硎称钒踩木薮筇魬?zhàn)[1]。人口和經(jīng)濟的增長促進了人們對蛋白質(zhì)產(chǎn)品的需求,但加劇了畜牧業(yè)生產(chǎn)的壓力,而超負荷的畜牧業(yè)生產(chǎn)會造成諸多環(huán)境及衛(wèi)生問題[2]。與傳統(tǒng)畜牧業(yè)相比,食用昆蟲的養(yǎng)殖過程能以較低的資源代價換取更大的產(chǎn)品價值[3-4],且多數(shù)昆蟲具有生長周期短、繁殖率高和食物簡單等特點。因此,利用昆蟲作為蛋白質(zhì)補充來源的思路得到聯(lián)合國糧食及農(nóng)業(yè)組織(Food and Agriculture Organization of the United Nations,F(xiàn)AO)的推崇,昆蟲有望成為未來人類食物的來源之一。中國自古以來就有食用昆蟲的傳統(tǒng),目前有文字可考證的食蟲歷史可以追溯到先秦時期的西周時代,當時人們食用的昆蟲主要有蟻、蟬、蜂等[5-6]。蟋蟀是食用昆蟲的常見種類之一,日本、泰國、墨西哥和中國等國家都有食用和養(yǎng)殖蟋蟀的傳統(tǒng)。其中,泰國國內(nèi)已有2 萬個專業(yè)的養(yǎng)殖場,是世界上蟋蟀養(yǎng)殖系統(tǒng)最發(fā)達的國家[7],規(guī)?;B(yǎng)殖的蟋蟀品種以家蟋(Acheta domesticus)和雙斑蟋(Gryllus bimaculatus)為主。家蟋易感染一種AdDNV 病毒,這種病毒曾使美國的家蟋養(yǎng)殖業(yè)近乎崩潰[8],但該病毒幾乎不感染雙斑蟋[9]。雙斑蟋個體中型,黑色,額突較寬,單眼黃色,前翅基部具2 個十分明顯的淡黃色斑[10],個頭略大于家蟋,廣布于東南亞及非洲的剛果、肯尼亞等國家,在中國云南、內(nèi)蒙古和浙江等十余省區(qū)均有發(fā)現(xiàn)[10],具有良好的環(huán)境適應性,生長周期短、市場需求量高[11],故成為大部分地區(qū)蟋蟀養(yǎng)殖的優(yōu)選。目前,雙斑蟋已經(jīng)在東南亞和非洲國家大量養(yǎng)殖及開發(fā)利用,食用和飼用的前景都非常廣闊。然而,中國的雙斑蟋產(chǎn)業(yè)還處于起步階段,雖然已經(jīng)有不少的個體養(yǎng)殖戶,但整體缺乏專業(yè)的管理模式和產(chǎn)品加工廠,仍需經(jīng)歷較長時間的探索和積累。在養(yǎng)殖中普遍缺少優(yōu)質(zhì)的飼料和種源;經(jīng)多代飼養(yǎng)后,會出現(xiàn)低齡幼蟲死亡率高、發(fā)育不整齊等問題,亟待通過食物和種源等的深入研究予以解決。
隨著人們對食品安全的重視及抗生素濫用問題的日益凸顯,歐盟、美國和韓國已開始或完全禁止動物飼料中抗生素的添加[12-16],中國也于2016 年開始禁用動物抗生素,并宣布自2020 年7 月1 日起停止生產(chǎn)含有促生長類藥物的飼料添加劑,這意味著中國畜牧業(yè)養(yǎng)殖進入無抗時代。益生菌(或直接培養(yǎng)的微生物)作為相對安全的飼料添加劑在動物養(yǎng)殖方面的應用越來越受到關注。早在2001 年,F(xiàn)AO 和世界衛(wèi)生組織(World Health Organization,WHO)就將益生菌定義為“應用適當劑量可有益于宿主健康的活微生物”[17]。隨后,F(xiàn)AO 建議在水生動物養(yǎng)殖中可適量應用益生菌以增強機體抵抗力[18]或降低生物死亡率[19]。在中國,農(nóng)業(yè)農(nóng)村部于2017 年公布了允許添加入動物飼料的微生物,包括乳酸桿菌屬、雙歧桿菌屬、酵酒酵母屬、假絲酵母屬和芽孢桿菌屬等在內(nèi)的11 個屬34 個種[20]。酵母菌是單細胞真菌,在有氧或無氧條件下均能生存,廣泛存在于自然界中。國內(nèi)動物飼料中允許添加的酵母菌包括產(chǎn)朊假絲酵母(Candida utilis)和釀酒酵母(Saccharomyces cerevisiae),其中,釀酒酵母是與人類關系最密切的一種酵母[21],已有數(shù)千年的利用歷史,可用于面包和饅頭等食品的制作以及釀酒,并廣泛應用于反芻動物[22]、家畜家禽[23]及水產(chǎn)動物[24-28]的養(yǎng)殖。本研究旨在通過探究釀酒酵母對雙斑蟋生長發(fā)育的作用效果,結(jié)合該益生菌對其腸道細菌的影響,以期了解雙斑蟋的生長指標與腸道細菌菌群之間可能存在的聯(lián)系,為雙斑蟋的科學高效養(yǎng)殖提供理論依據(jù)。
試驗用雙斑蟋卵購自云南闊陽農(nóng)業(yè)科技有限公司。玉米粉、豆粕和麥麩由北京索萊寶科技有限公司提供,生產(chǎn)批號分別為No.330C021、No.705W021 和No.9227011。維生素和混合鹽由MP Biomedicals 公司提供,生產(chǎn)批號分別為No.X2466和No.X2335。沙氏葡萄糖液體培養(yǎng)基由廣東環(huán)凱微生物科技有限公司提供,生產(chǎn)批號為1102041。飼養(yǎng)箱為聚丙烯材質(zhì)的透明塑料箱,外徑尺寸45.5 cm×32.5 cm×26.0 cm。
試驗用基礎飼料配制比例為玉米粉 57.5%、豆粕 20%、麥麩 20%、維生素 0.5%、混合鹽 2%。
試驗所用的釀酒酵母來自云南大學省部共建云南生物資源保護與利用國家重點實驗室菌種庫提供的斜面保存菌落(菌種編號YMF2.00004)。
將購得的卵粒放置在氣候室內(nèi)孵化,孵化溫度26~30 ℃、濕度45%~50%、光照周期8∶16(晝∶夜)。孵化過程中定時噴水以保持土壤含水率,經(jīng)7~10 d 孵出幼蟲。
在無菌操作臺上用10 μL 接種環(huán)輕輕刮取釀酒酵母菌株,而后轉(zhuǎn)移到高溫滅菌并冷卻至室溫的沙氏葡萄糖液體培養(yǎng)基中,28 ℃條件下培養(yǎng)約48 h。每隔2 h 吸取菌液4 mL,于5 000 r/min離心10 min,去除上清液,然后吸取已滅菌的生理鹽水(濃度為0.9%) 4 mL 重新懸浮菌液,用分光光度計測定其在560 nm 處的吸光度值(OD 值)。
參考梁海蘭[29]所測的酵母菌OD 值與菌密度關系式y(tǒng)=5.137 9x2—10.351x+5.606 9 (x為OD 值;y為活菌密度,×109CFU/mL),當培養(yǎng)至26 h 時,用分光光度計測得菌液OD 值為1.372,代入生長曲線得出此時的菌密度為1.077×109CFU/mL。另取培養(yǎng)至26 h 的菌原液經(jīng)過離心、重懸浮和稀釋等過程,得到體積均為10 mL、密度分別為2.5×107、2.5×105、2.5×103和2.5×101CFU/mL 的菌液,而后將菌液分別均勻噴灑至4 份基礎飼料(各50 g)中,分別配制成5×106、5×104、5×102和5×100CFU/g 的益生菌飼料,避光保存在4 ℃冰箱中備用(即4 個釀酒酵母處理組)。對照組為噴灑0.9%生理鹽水10 mL 的基礎飼料。為保證菌種活性,飼料配制遵循少量多次的原則。
試驗包括1 個對照組和4 個釀酒酵母處理組,每組3 個重復,每個重復起始蟲體數(shù)量均為120 只。新孵幼蟲蟲體質(zhì)量差異較小,隨機選取分箱后的若干組蟋蟀稱量其總質(zhì)量,取平均值1.208 mg 作為所有處理組蟋蟀的起始質(zhì)量。飼養(yǎng)箱內(nèi)疊放4 個3×3 格的雞蛋托增加蟋蟀的活動空間,用吸水的脫脂棉球提供水源,水量不限。除飲用水外,在養(yǎng)殖前6 d 另補充白菜葉作為低齡若蟲天然的水和維生素來源,白菜攝取量不計入取食量。定時定量添加飼料,對照組飼喂基礎飼料,釀酒酵母處理組飼喂對應密度的益生菌飼料,試驗周期為33 d。每3 d 稱量并記錄各處理組雙斑蟋的剩余飼料量、新加飼料量、蟲體數(shù)量及質(zhì)量。為防止酵母菌傳播污染,喂食之后用帶小孔的蓋子遮住飼養(yǎng)箱。
按照以下公式計算死亡率(mortality,M)、累計取食量(feeding amount,F(xiàn)A)及飼料效率(feed conversion ratio,F(xiàn)CR)[30]:
式中:Ni和Nf分別表示起始數(shù)量和最終數(shù)量;Wf和Wi分別表示末均質(zhì)量和初均質(zhì)量,mg。
雙斑蟋飼養(yǎng)至33 d 時,隨機取對照組及5×104CFU/g 處理組(經(jīng)試驗為雙斑蟋生長效果最明顯的處理)成蟲各6 只,每個重復取2 只,每組3 個重復,斷食處理24 h 后用75%酒精對12個樣品的蟲體表面進行消毒,然后置于—80 ℃冰箱中暫存,干冰運輸至武漢臻閱生物科技有限公司進行16S 擴增子測序,每個處理組5 個重復?;贗llumina Novaseq 測序平臺,采用通用引物(F:5′-ACTCCTACGGGAGGCAGCA-3′,R:5′-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3′)對蟋蟀腸道細菌16S rDNA 的v3+v4 可變區(qū)進行雙端測序,經(jīng)過高質(zhì)量序列篩選、對高質(zhì)量序列進行聚類等過程,對樣品進行物種注釋及分類學分析、α 多樣性分析、β 多樣性分析、組間差異顯著性分析及菌群功能預測,比較不同食物條件下雙斑蟋成蟲腸道中細菌的豐富度和多樣性,分析組間存在顯著性差異的菌群,并預測腸道菌群功能。
使用Excel 2010 對數(shù)據(jù)進行預處理,而后各組之間使用RStudio 4.1.2 (美國Posit Software,PBC)進行單因素方差分析(one-way ANOVA),組間差異使用Tukey HSD 分析,結(jié)果用“平均值±標準差”表示。
α 多樣性分析中,Chao1 指數(shù)用于衡量物種豐富度及物種數(shù)量,Chao1 指數(shù)越大,說明樣品的物種豐富度越高;辛普森指數(shù)和香農(nóng)—威納指數(shù)用于衡量物種多樣性,一般認為,兩者數(shù)值越大,樣品的物種豐富度越高。使用QIIME 軟件進行β 多樣性分析,以進一步比較不同樣品在物種多樣性方面的相似程度,采用基于系統(tǒng)發(fā)生樹的Weight Unifrac 算法計算樣品間的距離,從而獲得樣本間的β 值;而后使用主坐標分析法(principal coordinates analysis,PCoA)評價2 組樣品間的菌群差異。為更好地反映生態(tài)學數(shù)據(jù)的非線性結(jié)構,對樣品進行非度量多維標定法(non-metric multidimensional scaling,NMDS)分析,再次驗證其差異性。采用線性判別分析(linear discriminant analysis,LDA)評估物種豐度對2 組之間差異效果的影響,LDA 效應量默認為4。使用PLCRUSt2 對檢測到高豐度OTU 所對應的腸道菌群進行功能預測。
由表1 可知:對照組雙斑蟋的末均質(zhì)量和取食量分別為367.182 和461.602 mg,兩者均低于釀酒酵母處理組,且均有隨著釀酒酵母添加量的升高而先增加后降低的趨勢。當釀酒酵母添加量為5×104CFU/g 時,末均質(zhì)量和取食量分別為696.665 和839.310 mg,達到4 個處理組的峰值,且顯著高于對照組(P<0.05);當菌液添加量為5×102CFU/g 時,末均質(zhì)量和取食量分別為680.514 和819.976 mg,略低于5×104CFU/g 處理組,但兩組間無顯著差異(P>0.05)。雙斑蟋的死亡率維持在50%~65%之間,對照組最低(54.58%),5×102CFU/g 處理組最高(61.67%),但各組之間的數(shù)據(jù)在統(tǒng)計學上無顯著差異(P>0.05)。與對照組相比,雙斑蟋食用釀酒酵母飼料后,飼料效率降低,即蟋蟀對飼料的利用率升高,但各組間無顯著差異(P>0.05)。
表1 不同處理對雙斑蟋生長發(fā)育的影響Tab.1 Effects of different treatments on the growth and development of Gryllus bimaculatus
2.2.1物種注釋及分類
由圖1 可知:在門水平上,對照組雙斑蟋腸道內(nèi)細菌的優(yōu)勢門(相對豐度>10%)為變形菌門(Proteobacteria)和厚壁菌門(Firmicutes),占比分別為57.91%和42.06%;試驗組的優(yōu)勢門為變形菌門、厚壁菌門和擬桿菌門(Bacteroidota),占比分別為45.39%、37.23%和17.27%。對照組中變形菌門和厚壁菌門的相對豐度均顯著高于試驗組(P<0.05),擬桿菌門為試驗組獨有的優(yōu)勢門菌群。在目分類水平上,對照組的優(yōu)勢目(相對豐度>10%)為腸桿菌目(Enterobacterales)、毛螺菌目(Lachnospirales)和Oscillospirales,占比分別為57.88%、25.40%和15.83%;試驗組的優(yōu)勢目為腸桿菌目、毛螺菌目、擬桿菌目(Bacteroidales)和Oscillospirales,占比分別為45.35%、18.01%、17.26%和11.23%。試驗組獨有的優(yōu)勢目為擬桿菌目。在科水平上,對照組的優(yōu)勢科(相對豐度>10%)為腸桿菌科(Enterobacteriaceae)、毛螺菌科(Lachnospiraceae)和瘤胃菌科(Ruminococcaceae),占比分別為56.70%、25.40%和15.83%;試驗組的優(yōu)勢科為腸桿菌科、毛螺菌科、瘤胃菌科、腸桿菌目未分類科(unclassified_Enterobacterales)和坦納菌科(Tannerellaceae),占比分別為29.11%、18.06%、11.23%、14.04%和12.19%。試驗組中腸桿菌科的相對豐度顯著低于對照組(P<0.05)。在屬水平上,對照組的優(yōu)勢屬(相對豐度>10%)為腸桿菌科未分類屬(unclassified_Enterobacteriaceae)、Paludicola和毛螺菌科未分類屬(unclassified_Lachnospiraceae),占比分別為42.16%、14.26%和12.93%,而試驗組的優(yōu)勢屬為腸桿菌科未分類屬、腸桿菌目未分類屬(unclassified_Enterobacterales)和副擬桿菌屬(Parabacteroides),占比分別為22.07%、14.58%和12.13%。對照組中腸桿菌科未分類屬、Paludicola和毛螺菌科未分類屬的相對豐度顯著高于試驗組(P<0.05),副擬桿菌屬為試驗組獨有的優(yōu)勢屬。
圖1 各處理組優(yōu)勢菌群在門、目、科及屬水平上的相對豐度Fig.1 Relative abundance of dominant bacterium in each group at the level of phylum,order,family and genus
2.2.2α 多樣性
由表2 可知:試驗組雙斑蟋的腸道細菌的Chao1 指數(shù)為102.60,顯著高于對照組的71.80(P<0.05);試驗組的香農(nóng)—威納指數(shù)和辛普森指數(shù)分別為0.96 和5.08,分別顯著高于對照組的0.94和4.53 (P<0.05),說明試驗組雙斑蟋腸道細菌的豐富度和多樣性均顯著高于對照組。
表2 α 多樣性指數(shù)Tab.2 Alpha diversity index
2.2.3β 多樣性
PCoA 分析結(jié)果(圖2a)表明:2 組樣品之間距離較遠,說明2 組間菌群差異巨大,且對照組組內(nèi)分布較集中,重復性較好,而試驗組組內(nèi)分布稀疏,組內(nèi)重復性較差。NMDS 分析中(圖2b),stress 值為0.000 1,遠小于0.05,說明本次分析能準確反映對照組和試驗組雙斑蟋腸道細菌菌群的特點,且2 組之間距離較遠,再次表明2 組雙斑蟋腸道細菌存在較大的差異性。
圖2 PCoA 分析圖(a)和NMDS 分析圖(b)Fig.2 PCoA analysis chart (a) and NMDS analysis chart (b)
2.2.4組間差異性菌群
由圖3 可知:對照組與試驗組菌群差異較大,在屬水平上,對照組的優(yōu)勢菌群為Paludicola、Robinsoniella及腸桿菌屬;試驗組的優(yōu)勢菌群為副擬桿菌屬和擬桿菌屬,各優(yōu)勢菌群均有顯著差異(P<0.05)。
圖3 組間差異性腸道菌群Fig.3 Differential intestinal flora between groups
2.2.5細菌群落功能預測
PICRUSt2 功能預測結(jié)果表明:2 組雙斑蟋腸道細菌菌群所預測到的基因功能均可注釋到KEGG 數(shù)據(jù)庫中的6 條一級通路及39 條二級通路。由圖4 可知:在二級通路水平上,試驗組與對照組的菌群在信號轉(zhuǎn)導、氨基酸代謝、翻譯、類脂(化合)物代謝作用、復制代謝、核苷酸代謝、輔助因子和維生素代謝、膜轉(zhuǎn)運、碳水化合物代謝及能量代謝通路的平均比例較高,且都是顯著代謝途徑。與對照組相比,試驗組中與氨基酸代謝和核苷酸代謝相關的細菌群落豐度顯著升高,而與信號轉(zhuǎn)導和膜轉(zhuǎn)運通路相關的細菌群落豐度降低。
圖4 組間KEGG 在Level 2 水平上的代謝途徑差異分析Fig.4 Analysis of differences in metabolic pathway of KEGG at level 2 between groups
對動物的促生長作用是評價益生菌作用效果的重要指標之一[31]。本研究中,雙斑蟋食用添加釀酒酵母的飼料后,其取食量和體質(zhì)量都顯著提高,飼料效率也有輕微改善,這與前人在脊椎動物中的研究結(jié)果[32-33]相似。而關于釀酒酵母對動物促生長作用的原因說法不一。目前普遍認為釀酒酵母的作用與其自身的營養(yǎng)物質(zhì)有關,它富含的β-葡萄糖能提高食物在腸道內(nèi)的停留時間進而影響宿主對營養(yǎng)素的消化率[34-35]。還有觀點認為酵母菌的營養(yǎng)物質(zhì)是為腸道內(nèi)某些有益菌所利用而非宿主本身,其促生長作用是通過刺激某些有益菌豐度的增加并產(chǎn)生各種消化酶來實現(xiàn)的[36-37]。此外,釀酒酵母對動物免疫功能的影響也是其作用方式之一[38]。已有研究的對象多為脊椎動物,但脊椎動物與昆蟲的腸道代謝差異巨大,對昆蟲產(chǎn)生促進作用的原因還需要進一步探索。
使用本研究釀酒酵母的特異性引物(SC1:5′-AACGGTGAGAGATTTCTGTGC-3′,SC2:5′-AGCTGGCAGTATTCCCACAG-3′)對菌原液和對照組與試驗組成蟲腸道分別進行PCR 擴增,結(jié)果顯示:菌原液成功擴增出目的條帶,2 組腸道樣品均未成功[39],說明在自然條件下雙斑蟋腸道內(nèi)可能無釀酒酵母存在,飼料中添加的釀酒酵母也未在腸道內(nèi)定植成功。釀酒酵母生長的最適pH值為4.5~5.0[40],當pH 值升至5.5 時其生長受到抑制[41],蟋蟀消化道的pH 值在7.2~7.4[42],近中性的環(huán)境并不利于釀酒酵母增殖。此外,噴灑于飼料的方式可能對酵母菌的活性有一定影響,造成其活性進一步降低,無法完成腸道定植。釀酒酵母中富含蛋白質(zhì)、核酸、維生素和多糖等營養(yǎng)功能成分[43],對雙斑蟋的發(fā)育具有良好的促進作用;其富含的β-葡聚糖和甘露寡糖等活性物質(zhì)可增強動物的免疫能力,降低用于免疫應答的營養(yǎng)物質(zhì)消耗,將更多的營養(yǎng)物質(zhì)用于生長[44]。因此,可能是釀酒酵母本身所含的營養(yǎng)成分和活性物質(zhì)間接促進了雙斑蟋的發(fā)育。
動物的腸道微生物包括細菌、真菌、古細菌、病毒和原生動物[45],其中,細菌約占全部微生物群的90%以上[46],在宿主的生態(tài)、生理、消化吸收等方面都發(fā)揮著至關重要的作用[47-50]。基于雙斑蟋生長指標的分析結(jié)果,本研究進一步分析了對照組和5×104CFU/g 釀酒酵母處理組個體腸道細菌的差異,結(jié)果發(fā)現(xiàn):2 組雙斑蟋腸道細菌的Chao1 指數(shù)處于70~105 之間,而豬、羊等物種的Chao1 指數(shù)可達到3 000~4 000[51-52],雙斑蟋腸道細菌的豐富度遠低于這些哺乳動物。此外,試驗組個體的辛普森指數(shù)和香農(nóng)—威納指數(shù)都高于對照組,β 多樣性分析結(jié)果顯示2 個組腸道菌群差異極顯著。
在飼料中添加釀酒酵母可能促進了雙斑蟋腸道內(nèi)有益菌的擴增。在門水平上,對照組變形菌門和厚壁菌門的相對豐度均高于試驗組。變形菌門的豐度最易受到環(huán)境的影響,常見的致病菌,如大腸埃希菌和沙門氏菌等都屬于變形菌門腸桿菌科,此類菌在腸道內(nèi)的大量存在會促進宿主的炎癥反應進而影響機體健康[53]。本研究中,釀酒酵母對此類有害菌的生長有一定的抑制作用。雙斑蟋食用添加釀酒酵母的飼料后,其腸道內(nèi)腸桿菌科細菌的相對豐度降低了27.59%,顯著低于對照組。此外,試驗組個體腸道內(nèi)還定植有大量的擬桿菌,這類菌群在對照組個體中沒有發(fā)現(xiàn),為試驗組的特異性菌。根據(jù)前人研究[54],雙斑蟋的腸道菌群以變形菌門和厚壁菌門為主,與本研究中對照組的菌群種類相似,而試驗組雙斑蟋腸道內(nèi)擬桿菌門的相對豐度增加了17.27%,說明釀酒酵母可能促進了擬桿菌門在雙斑蟋腸道內(nèi)的繁殖。擬桿菌是維持機體腸道穩(wěn)態(tài)的主要參與者[55],隸屬于此門的副擬桿菌屬在動物抗病、免疫和代謝方面都表現(xiàn)出積極作用[56-58],它也是對照組與試驗組的差異性菌群。PICRUSt2 功能預測表明:試驗組與氨基酸代謝和核苷酸代謝有關的細菌群落相對豐度顯著高于對照組,而氨基酸代謝和核苷酸代謝可分別為微生物的生長提供氮源和碳源,增強其增殖能力[59],這可能促進了擬桿菌門的大量定植。試驗中,雙斑蟋腸道中對腸道有危害的腸桿菌科細菌數(shù)量大幅下降,而維持腸道穩(wěn)態(tài)的有益菌群擬桿菌快速增加,將有利于其生長發(fā)育,并促進消費者的腸道健康,對雙斑蟋的持續(xù)發(fā)展較為有益。此外,釀酒酵母促成雙斑蟋腸道菌群改變的作用機制還有待進一步研究。
飼料中添加5×104CFU/g 釀酒酵母時雙斑蟋的生長性能達到最佳狀態(tài),其平均體質(zhì)量和取食量分別為696.665 和839.310 mg,腸道內(nèi)致病菌的相對豐度降低,擬桿菌等有益菌的相對豐度顯著升高,釀酒酵母可能促進了有益菌的擴繁;但釀酒酵母并沒有在雙斑蟋腸道內(nèi)大規(guī)模增殖,推測可能是該菌通過其自身含有的營養(yǎng)成分和活性物質(zhì)促進雙斑蟋的生長發(fā)育,并影響細菌群落的氨基酸代謝和核苷酸代謝,進而促進細菌的繁殖,提高了試驗組腸道菌群的多樣性和豐富度。