烏雞肽對葡聚糖硫酸鈉誘導的潰瘍性結腸炎小鼠的保護作用

鄧 梅，張 露,,*，羅 晶，彭春彥，丁 翹，蘆 玲，魏林峰，涂宗財,3

（1.江西師范大學生命科學學院，國家淡水魚加工技術研發(fā)專業(yè)中心，江西 南昌 330022；2.江西德上制藥股份有限公司，江西 樟樹 331200；3.南昌大學 食品科學與技術國家重點實驗室，江西 南昌 330047）

潰瘍性結腸炎（ulcerative colitis，UC）是一種復發(fā)性炎癥性腸病，作為炎癥性腸病的主要類型之一，UC的主要特征表現(xiàn)為體質量減輕、腹痛、腹瀉和便血[1]。盡管UC在西方國家更為普遍，但近年來發(fā)展中國家的UC發(fā)病率也急劇增加，這導致UC成為21世紀全球健康問題之一[2]。UC的發(fā)生與多種因素密切相關，包括遺傳因素、環(huán)境因素、免疫調節(jié)、腸道微生物和生活方式等，其確切的發(fā)病機制仍尚未明確，且目前還未找到有效的治愈方式[3]。常規(guī)的UC干預藥物包括皮質類固醇、5-氨基水楊酸、免疫抑制劑和抗生素等，但效果有限并伴有一系列的副作用，長期服用產生的毒性也會限制其療效[4]。因此，探索安全有效的預防或改善UC的方式至關重要。

近年來，越來越多的研究表明，食物中的許多活性成分，例如多酚、多糖、膳食纖維以及多肽等，均可積極地影響免疫反應、腸道屏障功能和腸道微生物構成，并進一步改善腸炎損傷癥狀[5]。食源性生物活性肽通常指通過酶解食物蛋白質產生的具有生理調節(jié)功能的寡肽或多肽，可通過與腸道菌群相互作用對人體產生有益作用，主要體現(xiàn)在降血脂、調節(jié)血壓、抗衰老以及抗腸道炎癥等方面，具有良好的安全性、吸收性和營養(yǎng)價值[6]。已有研究表明，生物活性肽可能參與調節(jié)腸道菌群組成，進而參與免疫反應，維持腸道健康，有利于炎癥性腸病患者的康復[7]。研究發(fā)現(xiàn)，雞卵清肽可通過調節(jié)腸道菌群構成，顯著增加Candidatus saccharimonas和Lactobacillus等有益菌屬的豐度，減輕葡聚糖硫酸鈉（dextran sodium sulfate，DSS）誘導的結腸炎模型小鼠的結腸炎癥狀[5]。

烏骨雞（Gallus gallus domesticlusBrisson）又名烏雞、絲毛烏骨雞等，屬雉科動物，是我國傳統(tǒng)的藥食兩用雞種[8-9]。研究表明，烏骨雞肉中含有蛋白質、脂肪酸、黑色素、礦物質和微量元素等營養(yǎng)素[10]，具有提高免疫力、改善虛弱和消瘦、緩解月經異常和產后并發(fā)癥等藥用特性[11-12]。烏雞肽是烏雞肉經酶解后獲得的蛋白酶解液，其中的小分子肽不需要進行額外的消化便可被人體吸收，其吸收更具完整性和主動性[13]。研究發(fā)現(xiàn)，烏雞肽具有抗氧化、抗衰老、降血壓、補血等多種生理活性[14]，但目前還鮮有關于烏雞肽結腸炎保護作用及其潛在機制的研究報道。

因此，本研究采用DSS構建結腸炎小鼠模型，通過比較小鼠體質量、血便、腹瀉、結腸長度、炎癥因子、結腸組織病理、腸道微生物構成以及短鏈脂肪酸含量等生化和病理指標的變化，探究烏雞肽對DSS誘導的結腸炎小鼠的保護作用，并從腸道菌群變化角度初步分析其作用機制，為烏雞肽的高值化利用提供參考依據(jù)和理論指導。

1 材料與方法

1.1 動物、材料與試劑

C57BL/6J雄性小鼠，7 周齡，體質量為（20±2）g，SPF級，購自北京維通利華實驗動物技術有限公司，生產許可證號：SCXK（京）2021-0006。小鼠飼養(yǎng)在溫度22～24 ℃、相對濕度60%～80%、12 h/12 h明暗交替的環(huán)境中，實驗獲得南昌大學動物實驗管理委員會批準（批準編號：0064257）。

烏雞肽 江西倍得力生物工程有限公司；DSS 美國MP Biomedical公司；糞便隱血試劑盒 珠海貝索生物技術有限公司；腫瘤壞死因子-α（tumor necrosis factor-α，TNF-α）、白細胞介素-6（interleukin-6，IL-6）、IL-10、IL-1β、BCA蛋白濃度試劑盒 江蘇酶免實業(yè)有限公司；蘇木素-伊紅（hematoxylin-eosin，HE）染液套裝武漢賽維爾生物科技有限公司；4%多聚甲醛通用型組織固定液 合肥Biosharop公司；柳氮磺吡啶腸溶片上海信誼天平藥業(yè)有限公司。

1.2 儀器與設備

Synergy H1酶標儀 美國伯騰儀器有限公司；HYQX-II厭氧培養(yǎng)箱 上海躍進醫(yī)療器械有限公司；5430R冷凍離心機 德國艾本德公司；超濾離心管美國Millipore公司；JB-P5包埋機 武漢俊杰電子有限公司；RM2016病理切片機 德國徠卡儀器有限公司。

1.3 方法

1.3.1 烏雞肽基本成分分析、分子質量分布以及氨基酸組成測定

參照GB 5009.5—2016《食品安全國家標準 食品中蛋白質的測定》中凱氏定氮法測定烏雞肽中蛋白質量分數(shù)；參照GB 5009.3—2016《食品安全國家標準 食品中水分的測定》中水分測定儀法測定烏雞肽的水分質量分數(shù)；參照GB 5009.4—2016《食品安全國家標準 食品中灰分的測定》測定烏雞肽的灰分質量分數(shù)；參照GB 5009.6—2016《食品安全國家標準 食品中脂肪的測定》中的索氏抽提法測定烏雞肽的總脂肪質量分數(shù)；參照GB 31645—2018《食品安全國家標準 膠原蛋白肽》中高效分子排阻色譜法測定烏雞肽的分子質量分布；采用全自動氨基酸分析儀測定烏雞肽的氨基酸組成[15]。

1.3.2 動物實驗分組及模型的建立

參照鄧代霞等[16]的方法構建小鼠UC模型。55 只7 周齡C57BL/6J雄性小鼠自由飲水進食適應性喂養(yǎng)7 d，每天混勻所有墊料再分配至各籠使初期各組小鼠腸道菌群組成基本一致。然后按照體質量分為5 組（n＝11），包括正常組（CG）、模型組（MG）、柳氮黃吡啶組（PG）、烏雞肽低劑量組（LG）、烏雞肽高劑量組（HG）。正常組自由飲水，其他各組用3%（質量分數(shù)，下同）DSS溶液代替，持續(xù)14 d構建UC模型，同時每天進行給藥干預，其中正常組和模型組灌胃生理鹽水，陽性對照組灌胃40 mg/（kgmb·d）柳氮黃吡啶，烏雞肽低劑量和高劑量組分別灌胃100、200 mg/（kgmb·d）烏雞肽。飼養(yǎng)期間每天定時稱小鼠體質量并觀察便血情況，同時記錄疾病活動指數(shù)（disease activity index，DAI）評分。實驗末期，小鼠摘眼球取血后脫頸處死，迅速取出結腸及其內容物、盲腸內容物并量取結腸長度。結腸分成3 份，一份浸泡于4%多聚甲醛中，2 份置于-80 ℃冰箱中保存?zhèn)溆谩?/p>

1.3.3 小鼠體質量變化率、結腸長度測定及DAI評分

實驗過程中，每天灌胃前稱量小鼠體質量，采用糞便隱血試劑盒測定便血評分，根據(jù)夏圣坤等[17]的方法計算DAI，三者得分的平均值即為小鼠最終DAI評分，具體細則如表1所示。小鼠處死后測量每只小鼠結腸長度。按下式計算體質量變化率。

表1 DAI評分標準Table 1 Criteria for DAI scoring

1.3.4 結腸組織病理學觀察

取固定于4%多聚甲醛溶液中的結腸組織，脫水、包埋、切片，之后使用HE進行染色并在光學顯微鏡下觀察切片，分析其病理損傷情況。

1.3.5 結腸組織炎癥因子的測定

取適量結腸樣本，按照料液比1∶9加入預冷的生理鹽水，勻漿離心后取上清液，根據(jù)BCA蛋白濃度試劑盒以及炎癥因子試劑盒說明書測定蛋白含量和炎癥因子TNF-α、IL-6、IL-10和IL-1β的含量。

1.3.6 腸道微生物組成的測定

將小鼠結腸內容物送至上海派森諾生物科技有限公司進行高通量測序。測序引物序列為F：5’-ACTCCTACGGGAGGCAGCA-3’，R：5’-GGACTACHVGGGTWTCTAAT-3’，測序區(qū)域16S_V3～V4?；谏虾Ｅ缮Z生物科技有限公司旗下派森諾基因云平臺（https://www.genescloud.cn/home）進行生物信息分析。

1.3.7 盲腸內容物中短鏈脂肪酸含量的測定

稱取300 mg解凍后的小鼠盲腸內容物于離心管中，加入1.0 mL甲基叔丁基醚，再加入體積分數(shù)2.0%濃鹽酸，充分碾磨、渦旋混勻，再于冰水浴中超聲5 min，最后4 ℃、10 000 r/min離心10 min，取上清液過0.22 μm濾膜，加入1%二乙基丁酸（10 mg/mL）作為內標，于棕色進樣瓶中待測。

氣相色譜分析條件：DB-FFAD 色譜柱（30 m×0.25 mm，0.25 μm）；程序升溫參數(shù)為：起始溫度60 ℃，保持5 min后以10 ℃/min升溫至160 ℃，維持2 min，最后以20 ℃/min升溫至220 ℃，維持5 min；進樣口溫度為220 ℃，進樣體積為1.2 μL，載氣為氮氣，吹掃流量3.0 mL/min，分流比為10∶1；火焰離子化檢測器（flame ionization detector，F(xiàn)ID）溫度為250 ℃，尾氣為氮氣，尾氣流量為30 mL/min，氫氣流量為35 mL/min，空氣流量400 mL/min[18]。

1.4 數(shù)據(jù)統(tǒng)計與分析

采用SPSS 22.0軟件對實驗數(shù)據(jù)進行分析，所有數(shù)據(jù)以平均值±標準差表示，除微生物數(shù)據(jù)每組5 個平行外，其余數(shù)據(jù)每組8 個平行，數(shù)據(jù)間的顯著性采用Tukey單因素方差分析（one-way analysis of variance，ANOVA），顯著水平為P＜0.05，采用Origin 2019軟件作圖。

2 結果與分析

2.1 烏雞肽的分子質量和氨基酸組成

烏雞肽中蛋白質量分數(shù)為（80.06±0.44）%，水分、灰分和粗脂肪質量分數(shù)分別為（3.72±0.67）%、（9.03±0.53）%和（13.00±0.71）%。由圖1可知，烏雞肽主要由5 種不同分子質量的多肽片段組成，191～321、321～787、787～1 849、1 849～3 167 Da和3 167～7 967 Da的多肽相對含量分別為6.66%、34.76%、31.56%、13.07%和9.05%，其中3 200 Da以下的多肽占86.05%。由表2可知，共從烏雞肽樣品中鑒定出17 種氨基酸，其中必需氨基酸7 種，相對含量為23.77%；疏水性氨基酸7 種，相對含量為27.02%；帶正電氨基酸3 種，相對含量為14.07%。氨基酸組成、殘基類型以及疏水性均對多肽的生物活性有一定的影響，在肽段中帶正電荷的氨基酸（例如精氨酸、賴氨酸）以及疏水性氨基酸對抗炎活性均具有促進作用[19]。

圖1 烏雞肽分子質量分布Fig.1 Molecular mass distribution of G.gallus domesticlus Brisson peptides

表2 烏雞肽的氨基酸組成Table 2 Amino acid composition of G.gallus domesticlus Brisson peptides

2.2 烏雞肽對結腸炎小鼠體質量和DAI評分的影響

結腸炎小鼠的常規(guī)癥狀主要表現(xiàn)為體質量減輕、腹瀉、腸道出血、結腸縮短以及黏膜潰瘍等[4]。由圖2A可知，各組的平均初始體質量沒有顯著差異，正常組小鼠的體質量在整個實驗期間呈逐漸上升趨勢，而模型組、陽性對照組、烏雞肽低劑量組和高劑量組小鼠的體質量從第6天開始明顯降低，且逐漸有便血情況出現(xiàn)。第14天時，正常組小鼠的體質量變化率為（110.61±2.59）%，而模型組小鼠的體質量降低至初始體質量的（78.54±5.75）%；烏雞肽干預后，與模型組相比，烏雞肽低劑量組和高劑量組小鼠體質量均有所增加，分別增加至初始體質量的（90.16±2.93）%和（92.03±2.54）%，說明烏雞肽具有一定的緩解結腸炎小鼠體質量減輕的效果。

圖2 烏雞肽對結腸炎小鼠體質量（A）和DAI評分（B）的影響（n＝8）Fig.2 Effects of G.gallus domesticlus Brisson peptides on the body mass (A) and disease activity index score (B) of UC mice (n=8)

DAI評分常用于評估DSS誘導結腸炎的嚴重程度[20]。如圖2B所示，第14天時模型組的DAI評分（2.59±0.17）高度顯著高于正常組（0.33±0.00）（P＜0.001），通過體質量和DAI評分結果可判定模型構建成功。烏雞肽干預12 d后，烏雞肽干預組小鼠的DAI評分高度顯著低于模型組（P＜0.001），至第14天，烏雞肽低劑量組、高劑量組與陽性對照組之間沒有明顯差異。因此，烏雞肽在緩解DSS誘導的結腸炎小鼠體質量減輕、腹瀉和便血方面顯示出潛在的保護作用，這與Yang Wenting等[7]使用大米蛋白肽干預DSS誘導結腸炎小鼠的效果一致。明珠等[21]使用腸道炎癥臨床治療藥物柳氮磺吡啶對UC模型小鼠進行干預，發(fā)現(xiàn)柳氮磺吡啶處理組結腸炎小鼠的體質量更趨近正常小鼠，本研究中柳氮磺吡啶干預后結腸炎小鼠體質量減輕得到緩解的結果與之一致。

2.3 烏雞肽對小鼠結腸長度及病理學的影響

結腸縮短是DSS誘導結腸炎癥的另一顯著特征。如圖3A、B所示，與正常組相比，模型組小鼠結腸長度（（5.40±0.50）cm）顯著縮短了3.09 cm（P＜0.05），采用烏雞肽干預后，低劑量組與高劑量組小鼠的結腸長度分別恢復到（6.72±0.56）cm和（7.00±0.41）cm，均顯著高于模型組（P＜0.05），此外也發(fā)現(xiàn)烏雞肽干預后小鼠的結腸長度同樣高于陽性對照（（6.38±0.47）cm）。綜上，補充烏雞肽緩解了DSS誘導的結腸炎結腸縮短和腸道疾病癥狀。這可能與烏雞肽中存在的疏水氨基酸有關，疏水氨基酸可以增強細胞膜與多肽之間的相互作用，有利于生物活性肽參與細胞內信號通路的調節(jié)，從而達到抗炎效果[19]。

圖3 小鼠結腸圖片（A）、結腸長度（B）和結腸組織HE染色（200×）（C）（n＝8）Fig.3 Mouse colon photographs (A),colon length (B),and HE stained colon tissue (200 ×) (C) (n=8)

采用HE染色對結腸組織切片進行病理學觀察，如圖3C所示，正常組小鼠的結腸組織結構完整，可以觀察到完整的上皮和隱窩，炎性細胞浸潤極少，黏膜層腸腺豐富，黏膜下層未出現(xiàn)病理損傷。模型組小鼠的結腸組織出現(xiàn)黏膜上皮和腸腺結構缺失和黏膜下水腫，黏膜和黏膜下層出現(xiàn)嚴重的炎性細胞浸潤。烏雞肽和柳氮磺吡啶干預后結腸損傷情況有所改善，主要表現(xiàn)為隱窩縮短減輕、黏膜損傷減輕以及黏膜下炎癥細胞浸潤減少，表明烏雞肽干預可減輕腸炎小鼠的結腸損傷程度。Li Lingyu等[4]發(fā)現(xiàn)皮蛋蛋白可以減少結腸黏膜損傷、緩解隱窩縮短以及減少炎癥細胞浸潤，從而改善DSS誘導的結腸炎小鼠結腸組織學損傷，并且其可以通過抑制核因子κB p65（nuclear factor-kappa B p65，NF-κB p65）和p38絲裂原活化蛋白激酶（p38 mitogen-activated protein kinase，p38 MAPK）蛋白磷酸化，抑制促炎細胞因子的分泌和基因表達。

2.4 烏雞肽對小鼠結腸組織中炎癥因子分泌的影響

炎癥的發(fā)生和加重是一個復雜的過程，與巨噬細胞的病原體活化密切相關，活化的巨噬細胞會產生細胞因子，其中TNF-α和IL（IL-6、IL-1β）等被認為是引發(fā)炎癥的關鍵因子，IL-10是一種具有抗炎特性的細胞因子[7]。因此，本研究采用酶聯(lián)免疫吸附測定法測定結腸組織中炎癥因子TNF-α、IL-1β、IL-6和IL-10的表達，結果如圖4A～D所示。與正常組相比，DSS處理顯著增加了小鼠結腸組織中促炎因子TNF-α（（216.46±22.38）pg/mg pro）和IL-6（（29.64±1.80）pg/mg pro）（P＜0.05）的含量，使IL-1β的含量（（19.37±1.95）pg/mg pro）有所上升，并使IL-10的含量（（168.49±31.96）pg/mg pro）有所下降，但無顯著變化（P＞0.05）。與模型組相比，烏雞肽低劑量組和高劑量組小鼠結腸中TNF-α和IL-6含量均顯著降低（P＜0.05），其中TNF-α含量分別降低至（166.66±23.98）pg/mg pro和（156.88±19.83）pg/mg pro，IL-6含量分別降低至（22.71±3.47）pg/mg pro和（23.39±3.74）pg/mg pro。與模型組相比，烏雞肽低劑量組（（13.24±1.51）pg/mg pro）和陽性對照組中IL-1β含量顯著降低（P＜0.05），而高劑量組（（15.05±2.66）pg/mg pro）與之無顯著差異（P＞0.05）。另外，烏雞肽處理組結腸組織中TNF-α、IL-1β和IL-6含量與陽性對照組相比均無顯著性差異（P＞0.05）。以上結果表明，烏雞肽可通過抑制促炎因子TNF-α和IL-6的產生而起到抗炎作用。有研究發(fā)現(xiàn)大豆生物活性肽同樣具有抑制炎癥因子TNF-α和IL-1β分泌的作用，從而降低結腸炎癥水平[19]。

圖4 小鼠結腸組織中炎癥因子的含量（n＝8）Fig.4 Contents of inflammatory factors in mouse colon tissue (n=8)

2.5 烏雞肽對結腸炎小鼠腸道微生物的影響

2.5.1 腸道微生物多樣性

由表3可知，各組小鼠的Coverage指數(shù)均大于0.99，表明樣本覆蓋率高，可以反映腸道微生物的真實情況。Shannon指數(shù)和Simpson指數(shù)常用于評價腸道微生物的多樣性，Shannon指數(shù)越大，表示多樣性越高，Simpson指數(shù)則相反[20]。由表3可知，與模型組相比，烏雞肽干預的結腸炎小鼠Shannon指數(shù)升高（P＞0.05），而高劑量組的Simpson指數(shù)下降（P＞0.05），說明烏雞肽干預可增加DSS誘導的結腸炎小鼠腸道微生物多樣性。

表3 小鼠腸道微生物多樣性變化（n＝5）Table 3 Changes of intestinal microbial diversity in mice (n=5)

2.5.2 門水平腸道微生物豐度變化

如圖5A所示，機體中98%的腸道菌群是由擬桿菌門（Bacteroidetes）、厚壁菌門（Firmicutes）、變形菌門（Proteobacteria）、疣微菌門（Verrucomicrobia）和放線菌門（Actinobacterota）組成。在正常組中，小鼠腸道微生物主要由Bacteroidetes（52.17%）、Firmicutes（40.92%）、Verrucomicrobia（5.62%）3 個優(yōu)勢菌門組成。模型組中Proteobacteria、Verrucomicrobia的相對豐度有所增加，Bacteroidetes的相對豐度降低，其中Proteobacteria的相對豐度增加最顯著，從正常組的0.47%增加到了33.73%。研究發(fā)現(xiàn)，Proteobacteria是腸道菌群失調的微生物標志物，Proteobacteria相對豐度的異常增加會使得缺乏Toll樣受體-5（Toll-like receptor 5，TLR-5）的小鼠出現(xiàn)自發(fā)性的結腸炎和菌群失調癥狀，從而出現(xiàn)結腸黏膜層紊亂[22]。與模型組相比，烏雞肽的干預可增加Verrucomicrobia的相對豐度，降低Proteobacteria的相對豐度，這與Li Lingyu等[4]用蛋清干預DSS誘導的小鼠結腸炎腸道微生物的變化一致。

圖5 小鼠腸道微生物差異分析（n＝5）Fig.5 Analysis of intestinal microflora differences in mice (n=5)

2.5.3 屬水平腸道微生物豐度變化

結腸炎常伴隨致病菌豐度的增加和有益菌豐度的減少，志賀菌（Shigella）是常見的食源性病原菌，可引起結腸水腫、潰瘍等一系列癥狀；Clostridiaceae是條件致病菌，被認為是引起腹瀉和結腸炎的主要原因之一[23]；瘤胃球菌（Ruminococcus）和顫螺菌（Oscillospira）分別是屬于毛螺菌科和瘤胃菌科潛在的益生菌，與腸道炎癥息息相關，其代謝產物乙酸或丁酸可以抑制腸道炎癥[24-25]；阿克曼菌（Akkermansia）是一種常見的腸道共生菌，在修復黏膜上皮、緩解炎癥反應以及改善自身免疫中發(fā)揮積極作用[26]。

如圖5B、D～H所示，各組小鼠腸道微生物的相對豐度在屬水平上存在差異。與正常組比，模型組小鼠Akkermansia、Shigella和Clostridiaceae_Clostridium的相對豐度分別升高了2.82、30.95 個百分點和2.33 個百分點，Oscillospira的相對豐度下降了0.67 個百分點，說明DSS導致小鼠腸道微生物有益菌和有害菌相對豐度失調。Mo Jianling等[20]發(fā)現(xiàn)DSS誘導的小鼠Escherichia_Shigella的豐度顯著升高。通過烏雞肽干預，低劑量和高劑量組的有益菌Akkermansia、Ruminococcus和Oscillospira的相對豐度高于模型組，其中Akkermansia相對豐度分別升高了2.72、4.49 個百分點、Ruminococcus相對豐度分別升高了0.20、10.78 個百分點、Oscillospira相對豐度分別升高了1.65、0.85 個百分點，但低劑量組Ruminococcus相對豐度與模型組無顯著差異（P＞0.05）。通過烏雞肽干預，有害菌Shigella和Clostridiaceae的相對豐度得到了有效控制，烏雞肽低劑量組和高劑量組Shigella的相對豐度分別比模型組降低了29.26、27.04 個百分點，Clostridiaceae相對分度分別比模型組降低了1.10、2.52 個百分點，表明烏雞肽可以通過減少有害菌的相對豐度、增加有益菌的相對豐度緩解結腸炎小鼠的結腸炎癥狀。有研究發(fā)現(xiàn)桑葚花青素可通過降低有害菌Escherichia_Shigella、上調潛在有益細菌Akkermansia的相對豐度來調節(jié)腸道微生物菌群的結構，從而增強腸道屏障功能[20]。

2.5.4 腸道微生物屬水平熱圖分析

通過屬水平群落組分相似度的物種組成熱圖統(tǒng)計分析（圖5C）可以看出，正常組、模型組和烏雞肽干預組小鼠的腸道微生物結構之間存在明顯差異。同時，根據(jù)進化關系及顏色變化可發(fā)現(xiàn)，烏雞肽低劑量組、高劑量組、陽性對照組、模型組小鼠的腸道菌群相對豐度與正常組具有明顯差異，烏雞肽高劑量組與陽性對照組的優(yōu)勢菌群結構更相似，進一步證明烏雞肽可以改變結腸炎小鼠腸道微生物的相對豐度。

2.6 烏雞肽對結腸炎小鼠盲腸內容物中短鏈脂肪酸的影響

短鏈脂肪酸是腸道微生物的代謝產物，是促進宿主與腸道微生物之間建立互利關系的關鍵因素，可參與機體的免疫調節(jié)、促進腸道消化吸收、保持腸道屏障完整等，與腸道疾病密切相關。腸道中的短鏈脂肪酸主要由乙酸、丙酸以及丁酸組成，而丁酸鹽被多次證明是腸上皮細胞維持腸道屏障的必需能量來源，丁酸含量的降低會破環(huán)腸道屏障，增加腸道炎癥發(fā)生的風險[27-28]。

如表4所示，模型組盲腸內容物中總短鏈脂肪酸含量顯著低于正常組（P＜0.05），其中乙酸、丙酸和丁酸含量降低最為明顯，從正常組的（1.04±0.06）、（0.42±0.07）、（2.73±0.13）mg/g分別下降至（0.39±0.04）、（0.16±0.02）、（0.45±0.08）mg/g。Monk等[29]報道，短鏈脂肪酸特別是丁酸能夠通過下調炎癥信號通路表達、減少炎癥細胞因子的產生以及增強腸道屏障完整性而發(fā)揮抗炎作用，灌腸短鏈脂肪酸可作為結腸炎的有效治療方法。與模型組相比，灌胃烏雞肽后，低劑量組和高劑量組中總短鏈脂肪酸含量顯著增加（P＜0.05），其中高劑量組中乙酸、丙酸和丁酸含量增加最為明顯，分別增加至（1.21±0.12）、（0.44±0.08）、（1.33±0.15）mg/g，表明灌胃烏雞肽可以通過增加短鏈脂肪酸的含量緩解結腸炎癥水平，這可能與腸道中Akkermansia、Ruminococcus的相對豐度增加有關[4,26]。

表4 小鼠盲腸內容物中短鏈脂肪酸含量（n＝5）Table 4 Short-chain fatty acid contents in cecal contents of mice (n=5)mg/g

3 結論

本實驗研究了烏雞肽對DSS誘導小鼠結腸炎的調節(jié)作用，結果發(fā)現(xiàn)，與正常組相比，DSS處理后小鼠體質量減輕、DAI評分增加、結腸長度縮短，結腸組織中促炎因子分泌增加，腸道黏膜和腸道上皮細胞嚴重受損。與模型組相比，烏雞肽灌胃干預后，小鼠體質量明顯增加，DAI評分下降，結腸長度更趨近于正常小鼠，并且結腸上皮細胞固有層和隱窩受損情況得以改善，結腸中促炎因子TNF-α和IL-6的表達量降低。16S rRNA高通量測序結果發(fā)現(xiàn)，烏雞肽干預可通過降低有害菌Shigella、Clostridiaceae_Clostridium的相對豐度，增加有益菌Akkermansia、Ruminococcus、Oscillospira的相對豐度，減輕結腸炎小鼠的疾病癥狀。另外，與正常組相比，小鼠經DSS誘導后，總短鏈脂肪酸、乙酸、丙酸和丁酸含量顯著降低，而經過烏雞肽干預后，盲腸內容物中總短鏈脂肪酸、乙酸、丙酸和丁酸含量較模型組顯著升高，且高劑量的烏雞肽效果更明顯。因此，烏雞肽可通過緩解結腸長度縮短、DAI評分增加、結腸組織損傷、抑制促炎因子產生、改變小鼠腸道微生物的組成以及改變腸道微生物代謝產物短鏈脂肪酸的組成，達到緩解DSS誘導的小鼠UC的效果。