磷酸化黑木耳多糖脂質(zhì)體的表征和抗氧化能力

李雪，李琢偉，李爽，姜欣彤，何思涵，5，劉俊梅，5*

（1.吉林農(nóng)業(yè)大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院，吉林 長春 130118；2.吉林省農(nóng)研科技有限公司，吉林 長春 130000；3.長春職業(yè)技術(shù)學(xué)院，吉林 長春 130033；4.蘭州理工大學(xué)生命科學(xué)與工程學(xué)院，甘肅 蘭州 730050；5.吉林省益爾生物有限公司，吉林 長春 130022）

黑木耳（Auricularia auricula）是一類常見的食用真菌，屬擔(dān)子菌門、木耳科，是藥食同源體[1]。從營養(yǎng)學(xué)角度分析，黑木耳富含多糖、蛋白質(zhì)和微量元素，營養(yǎng)價值極高[2-4]。黑木耳多糖（Auricularia auricula polysaccharide，AAP）作為一種重要的天然生物活性物質(zhì)，組成成分多樣、結(jié)構(gòu)復(fù)雜，具有多種生物保護活性[5]。在抗氧化、調(diào)節(jié)免疫、抑菌、防輻射、抗病毒等方面有明顯作用[6-10]。AAP作為一種天然多糖，存在溶解性差、分子量大、生物活性較弱等特點。通過對多糖進行磷酸化改性，在多糖殘基中引入磷酸基團，可以有效地改善其生物活性[11-14]。但磷酸化改性后的多糖被人體吸收利用前，仍面臨被氧化問題，又因目前，人們集中于研究磷酸化黑木耳多糖的結(jié)構(gòu)和生物活性，對于如何提高磷酸化黑木耳多糖的穩(wěn)定性和利用效能的相關(guān)研究鮮見報道。脂質(zhì)體的成分與生物細(xì)胞膜成分極其相似，具有良好的生物相容性，對機體的刺激較低，脂質(zhì)體的靶向性和安全性可以達到準(zhǔn)確低毒的效果，更易被人體吸收[15-16]。脂質(zhì)體已經(jīng)成為很多生物醫(yī)藥載體的首選。目前，脂質(zhì)體在香菇、枸杞、黃芪多糖方面均有所應(yīng)用，能夠起到良好的緩釋和保護作用[17-18]。因此，本研究通過磷酸鹽化學(xué)修飾法，對AAP進行磷酸化改性，以改善其生物活性，并制備磷酸化多糖脂質(zhì)體，探究磷酸化多糖和脂質(zhì)體的體外抗氧化能力，進一步提高其穩(wěn)定性，為解決磷酸化多糖生物利用效能提供可行的理論依據(jù)。同時，磷酸化黑木耳多糖脂質(zhì)體可以提高磷酸化黑木耳多糖的生物活性和人體對磷酸化黑木耳多糖的利用效能，有效提高磷酸化黑木耳多糖的貯藏穩(wěn)定性，在食品、藥品和化妝品領(lǐng)域均具有廣闊的應(yīng)用前景。因此，本研究旨為提高磷酸化黑木耳多糖的穩(wěn)定性和生物利用效能提供參考。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

黑木耳子實體Aas1502：吉林省華鑫菌業(yè)科技有限責(zé)任公司；纖維素酶（食品級，5萬U/g）：上海索萊寶生物科技有限公司；硅片[厚度（650±10）μm，尺寸 5 mm×5 mm]：浙江立晶硅材料有限公司；無水乙醇、丙酮、氯仿、正丁醇、無水葡萄糖、苯酚、硫酸、硫酸鈉、磷酸二氫鉀、抗壞血酸、鉬酸銨、硝酸、過氧化氫、鹽酸、過硫酸鉀、大豆卵磷脂、氯化鈉、三氟乙酸、吡啶、溴化鉀、磷鎢酸（均為分析純）：國藥集團化學(xué)試劑有限公司；三聚磷酸鈉、三偏磷酸鈉、1，1-二苯基-2-三硝基苯肼（1，1-dipheny1-2-picryl-hydrazyl，DPPH）、2，2'-聯(lián)氮雙（3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸）二銨鹽[2，2'-azinobis-（3-ethylbenzthiazoline-6-sulphonate），ABTS]、膽固醇、吐溫 80、磷酸緩沖鹽溶液（phosphate buffer saline，PBS）（0.01 mol/L，pH7.2～7.4）、曲拉通 X-100（10%）：上海源葉生物科技有限公司；葡聚糖凝膠G-50：上海博美生物有限公司。

1.2 儀器與設(shè)備

超微粉碎機（FW-100）：北京市永光明醫(yī)療儀器有限公司；超聲波清洗器（KS-400VDB）：昆山潔力美超聲儀器有限公司；電熱恒溫水浴鍋（HW·SY11-K）：北京長風(fēng)有限公司；臺式高速冷凍離心機（3K15）：德國Sigma公司；pH計（ST2100/E）：美國奧豪斯儀器有限公司；電子天平（AP224W）：日本島津有限公司；旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)儀（RE-52）：上海亞榮有限公司；凍干機（AIpha 1-4LSC basic）：德國馬丁克里斯特凍干機有限公司；掃描電子顯微鏡（EM-30 Plus）：韓國COXEM有限公司；酶標(biāo)儀（PerkinElmer VICTOR Nivo）：美國 PerkinElmer公司；透射電鏡（H-600）：株式會社日立制作所；激光粒度分析儀（Mastersizer-2000）：英國馬爾文儀器有限公司；電位分析儀（BeNano 180 Zeta）：丹東百特儀器有限公司；傅里葉紅外光譜儀（Great 10）：中科瑞捷（天津）科技有限公司；真空干燥箱（DZF-6034）：上海一恒科學(xué)儀器有限公司。

1.3 方法

1.3.1 AAP的提取

采用超聲輔助纖維素酶法提取AAP。將黑木耳子實體粉碎至100目，按照50∶1（mL/g）的水料比將黑木耳粉與水混合，440 W超聲處理20 min。加入1.5%的纖維素酶，在pH4.8、50℃的條件下酶解180 min，將其置于沸水中水浴5 min，4 800 r/min離心20 min，濃縮上清液。4℃的條件下用3倍體積95%無水乙醇醇沉24 h，收集沉淀，凍干[19]。Sevage 法脫蛋白，收集水樣，再加入Sevage試劑（氯仿∶正丁醇=5∶1，體積比），重復(fù)3次。透析48 h，濃縮、凍干得AAP[20-21]。

1.3.2 AAP的磷酸化

參照鄭常領(lǐng)等[5]的方法，略作改進，三聚磷酸鈉與三偏磷酸鈉質(zhì)量比為4∶3，與水混勻配制一定濃度的磷酸化試劑。在磷酸化試劑中加入AAP 1 g，硫酸鈉5 g，攪拌混勻，在pH值為8.8、溫度為94℃的條件下反應(yīng)5 h。醇沉24 h，凍干獲得磷酸化黑木耳多糖（phosphorylated Auricularia auricula polysaccharide，P-AAP）。

1.3.3 磷酸化修飾前后AAP的結(jié)構(gòu)分析

1.3.3.1 磷酸化修飾前后AAP掃描電鏡觀察

將AAP和P-AAP的粉末均勻涂在硅晶片上后噴金，使用電子顯微鏡進行掃描，并在2 000×、5 000×倍數(shù)拍照[22]。

1.3.3.2 磷酸化修飾前后AAP的傅里葉紅外光譜分析

將多糖粉末和溴化鉀按質(zhì)量比1∶100碾碎、混勻，壓片完成后放入傅里葉紅外光譜儀在4 000 cm-1～400 cm-1處進行紅外光譜掃描，掃描次數(shù)32次，分辨率4 cm-1[23]。

1.3.3.3 磷酸化修飾前后AAP的單糖組成分析

取AAP和P-AAP 10 mg分別與1 mL 4 mol/L三氟乙酸（trifluoroacetic acid，TFA）在 110℃水解 3 h，水解后于70℃真空干燥箱中干燥；將干燥后樣本與1 mL吡啶混合，用1 mL硅烷化試劑混勻溶解。70℃真空干燥箱中干燥，降至25℃，開始檢測。氣相色譜檢測程序：HP-5型石英毛細(xì)管柱（30 m×0.32 mm×0.25 μm）；恒壓模式，0.14 MPa；程序升溫：50 ℃，保持 3 min；然后以10℃/min升至280℃，保持5 min；分流比10∶1，進樣口溫度280℃，氮氣為載氣；火焰離子化檢測器（flame ionization detector，F(xiàn)ID）的溫度 300℃，氮氣、氫氣、空氣流速分別為25、30 mL/min和400 mL/min；進樣體積 1 μL[24-25]。

1.3.4 磷酸化黑木耳多糖脂質(zhì)體的制備及結(jié)構(gòu)表征

將大豆卵磷脂和膽固醇按質(zhì)量比7∶1溶于16 mL乙醇中，形成有機相。將大豆卵磷脂與P-AAP按照質(zhì)量比26∶1溶于磷酸鹽緩沖液中，形成水相。利用超聲波清洗器將有機相和水相在0℃冰水中完全混合30 min，形成穩(wěn)定的油包水型乳狀液。將乳狀液置于圓底燒瓶中，在60℃條件下用旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)儀蒸發(fā)成凝膠。注射10 mL PBS水合30 min，用超聲波清洗器均質(zhì)20 min，得磷酸化黑木耳多糖脂質(zhì)體（phosphorylated Auricularia auricula polysaccharide liposome，P-AAPL）。最后分別用0.45 μm和0.22 μm微孔濾膜對P-AAPL進行滅菌，4℃條件下保存，用于后續(xù)試驗[26-27]。

1.3.4.1 P-AAPL的微觀形態(tài)觀察

取少量的P-AAPL水溶液稀釋2倍，置于覆蓋有碳膜的專用銅網(wǎng)上，再加上2%磷鎢酸進行染色，待其干燥后利用透射電鏡進行觀察[28]。

1.3.4.2 P-AAPL包封率的測定

采用改進的微柱離心法測定P-AAPL包封率。用0.9%NaCl溶液將葡聚糖凝膠G-50溶脹5 h。將注射器芯桿去除，在活塞口處連接0.22 μm微孔濾膜。將溶脹后的葡聚糖凝膠G-50填充到2.5 mL注射器內(nèi)，裝入50 mL離心管中，1 500 r/min離心5 min用于除去多余鹽溶液。將400 μL脂質(zhì)體乳狀液緩慢加入凝膠床頂部，以1 500 r/min離心5 min，游離P-AAP吸附于葡聚糖凝膠G-50凝膠柱上，P-AAPL流入離心管，收集離心液。加入400 μL 0.9%NaCl洗脫剩余游離多糖，收集離心液[29]。用20 μL體積分?jǐn)?shù)為10%的曲拉通X-100溶解100 μL的脂質(zhì)體溶液，蒸餾水補至0.2 mL。同時，建立空白對照組。參照食用菌中粗多糖含量的測定方法測定吸光度，包封率計算公式如下[30]。

包封率/%=（Ap/At）×100

式中：Ap為包封 P-AAP 濃度，mg/mL；At為包封和游離P-AAP總濃度，mg/mL。

1.3.4.3 P-AAPL粒徑、Zeta電位、多分散指數(shù)測定

取0.2 mL P-AAPL溶液分散于超純水中，至總體積約為2 mL。使用激光粒度分析儀測定粒徑。采用Zeta電位儀測定Zeta電位、多分散指數(shù)[31]。

1.3.4.4 P-AAPL傅里葉紅外光譜分析

將P-AAPL粉末和溴化鉀按1∶100的質(zhì)量比碾碎、混勻，壓片完成后放入傅里葉紅外光譜儀在4 000 cm-1～400 cm-1處進行紅外光譜掃描，掃描次數(shù)32次，分辨率4 cm-1[24]。

1.3.5 脂質(zhì)體包封前后多糖的靜態(tài)流變學(xué)試驗

流變儀的基板選用直徑40 mm的平行板轉(zhuǎn)子，進行流變試驗。將制備的不同濃度P-AAP和P-AAPL樣品水溶液靜置5 min。在（25.0±0.1）℃、剪切速度為100.0 s-1～0.1 s-1的范圍內(nèi)，探究表觀黏度隨剪切速度的變化[32]。試驗平行測定3次。

1.3.6 脂質(zhì)體包封前后多糖的體外抗氧化能力測定

參照GB/T 39100—2020《多肽抗氧化性測定DPPH和ABTS法》中DPPH法進行測定[33]。配制50.0 μg/mL的DPPH-乙醇溶液備用。準(zhǔn)備3組試管，分別編號為A組、B組、C組。將180 μL的DPPH-乙醇溶液和不同濃度的20 μL抗壞血酸溶液添加到A組試管中，作為試驗組；分別吸取20 μL不同濃度抗壞血酸溶液和無水乙醇溶液180 μL添加到C組試管中，作為對照組；吸取180 μL的DPPH溶液和蒸餾水20 μL添加到B組試管中，作為空白組。避光30 min后，測定3組在517 nm 處的吸光度，記為 Aa、Ab、Ac[33]。

樣品測定：用 AAP、P-AAP、AAPL 和 P-AAPL 樣品溶液代替抗壞血酸溶液，其他操作同上。

DPPH 自由基清除率/%=[1-（Aa-Ac）/Ab]×100

1.4 數(shù)據(jù)處理

本試驗所有數(shù)據(jù)平行測定3次。利用Origin軟件分析處理數(shù)據(jù)。

2 結(jié)果與分析

2.1 AAP和P-AAP的結(jié)構(gòu)分析

2.1.1 AAP和P-AAP的掃描電鏡觀察

利用掃描電子顯微鏡對磷酸化修飾前后AAP的形態(tài)結(jié)構(gòu)進行觀察，結(jié)果見圖1。

圖1 AAP和P-AAP的掃描電鏡Fig.1 Scanning electron microscopy images of AAP and P-AAP

由圖1A、圖1B可看出，AAP表面較光滑、平整，碎片較少，質(zhì)地較為緊密，結(jié)構(gòu)清晰。如圖1C、圖1D所示，P-AAP結(jié)構(gòu)呈碎片化，表面粗糙?？梢夾AP經(jīng)過磷酸化修飾后結(jié)構(gòu)發(fā)生改變。進一步驗證了P-AAP制備成功。

2.1.2 AAP和P-AAP的傅里葉紅外光譜分析

紅外光譜法是研究糖類化合物結(jié)構(gòu)的一種有效方法，不同的紅外吸收頻率反映了其特征的化學(xué)鍵和功能基團。通過對其紅外光譜的分析，可以確定糖類中含有的官能團種類和部分結(jié)構(gòu)[34]。AAP和P-AAP在4 000 cm-1～400 cm-1波數(shù)范圍內(nèi)的紅外光譜見圖2。

圖2 AAP和P-AAP的紅外光譜Fig.2 Infrared spectra of AAP and P-AAP

由圖2可知，磷酸化前后多糖的峰型沒有明顯的變化，表明修飾后多糖的主要結(jié)構(gòu)未改變。磷酸化前AAP在3 495 cm-1處出現(xiàn)分子間氫鍵O-H吸收峰，在3 056 cm-1和1 413 cm-1出現(xiàn)C-H吸收峰，這是多糖的典型吸收峰[35]。兩個圖譜的主要差別在1 300 cm-1～900 cm-1處。P-AAP在1 220、1 128 cm-1處出現(xiàn)典型的P=O鍵吸收峰，在901 cm-1處出現(xiàn)P-O-C鍵的吸收峰，表明有磷酸基團的接入[36]。

2.1.3 AAP和P-AAP的單糖組成分析

確定多糖的單糖組成是研究多糖結(jié)構(gòu)的重要基礎(chǔ)，多糖的生物活性與其單糖組成密不可分，因此采用氣相色譜法對AAP和P-AAP的單糖組成及含量進行測定。磷酸化修飾前后AAP的單糖組成分析見圖3。

圖3 氣相色譜Fig.3 Gas chromatograms

以13種常見的單糖作為標(biāo)準(zhǔn)品（圖3A），對比分析單糖混合標(biāo)準(zhǔn)品與樣品的峰值保留時間，并用峰表面積比求出摩爾比（圖3B和圖3C）。如圖3B、圖3C所示，對比磷酸化修飾前后AAP的摩爾比發(fā)現(xiàn)AAP經(jīng)過磷酸化修飾后，單糖組成種類并未發(fā)生明顯變化，主要由半乳糖醛酸、葡萄糖、果糖、甘露糖和木糖組成，摩爾比由9.2∶8.3∶6.4∶1.6∶1.3變?yōu)?.5∶7.5∶2.6∶0.8∶0.8。AAP經(jīng)過磷酸化修飾后，單糖的峰面積有所降低，可能是由于多糖分子與磷酸基團結(jié)合造成，并進一步驗證了P-AAP制備成功。

2.2 P-AAPL的結(jié)構(gòu)表征分析

2.2.1 P-AAPL的透射電鏡觀察

使用透射電子顯微鏡對脂質(zhì)體的表觀狀態(tài)進行觀察，用于評價脂質(zhì)體的微觀形態(tài)特性。P-AAPL的透射電鏡圖見圖4。

圖4 P-AAPL的透射電鏡圖Fig.4 Transmission electron micrograph of P-AAPL

如圖4所示，P-AAPL微粒形態(tài)完整接近球形，分布均勻、形狀大小均一。

2.2.2 P-AAPL的穩(wěn)定性分析

脂質(zhì)體的穩(wěn)定性是評價脂質(zhì)體質(zhì)量的重要因素，脂質(zhì)體的穩(wěn)定性通常由包封率、粒徑、Zeta電位和多分散指數(shù)決定。P-AAPL粒徑和電位分布見圖5。

圖5 P-AAPL粒徑和電位分布Fig.5 Particle size and potential distribution of P-AAPL

如圖5A所示，P-AAPL粒徑主要集中在50.75 nm～396.06 nm范圍內(nèi)，平均粒徑為（122.42±1.41）nm。研究表明，脂質(zhì)體粒徑越小，越容易穿過小腸上皮細(xì)胞，能更好地被吸收[22]。如圖5B所示，P-AAPL電位主要分布在-61.74mV～-32.04mV范圍內(nèi)，其絕對值大于30mV，表明P-AAPL穩(wěn)定性較好，能穩(wěn)定地分散于水相中，脂質(zhì)體的Zeta電位絕對值越大越能增加顆粒之間的排斥力，使脂質(zhì)體的穩(wěn)定性得到明顯改善。另外脂質(zhì)體的多分散指數(shù)也是評價脂質(zhì)體是否穩(wěn)定和分布均勻的一項重要指標(biāo)，數(shù)值越小，其分布均勻性也越高，PAAPL的多分散指數(shù)為0.298±0.035。包封率反映了芯材被壁材包封的程度，包封率越高，脂質(zhì)體對芯材的包封效果越好，磷酸化黑木耳多糖脂質(zhì)體包封率為83.26%。

2.2.3 P-AAPL的傅里葉變換紅外光譜分析

傅里葉變換紅外光譜見圖6。

圖6 傅里葉變換紅外光譜Fig.6 Fourier transform infrared spectrum

由圖 6 可知，P-AAPL 在波數(shù)為 3495、3056、1629、1 413、1 128、900 cm-1處與 P-AAP 的紅外光譜上的峰值較為接近。其中3 495 cm-1由糖分子內(nèi)或分子間氫鍵O-H伸縮振動引起，3 056 cm-1和1 413 cm-1則是由C-H伸縮振動引起的。1 629 cm-1為C=O伸縮振動引起的吸收峰。1 128 cm-1和901 cm-1分別是P=O鍵和P-O-C鍵引起的吸收峰[5]。因此，可初步判斷該物質(zhì)是糖類化合物。P-AAPL與磷酸化P-AAP相比，在波數(shù)2 854、1 741、1 232、530 cm-1處出現(xiàn)峰值，可判斷該化合物由脂類化合物組成。2 854 cm-1是雙分子層內(nèi)部非極性CH2特征基團的吸收峰，1 741 cm-1和1 232 cm-1代表大豆卵磷脂雙分子層的外部極性基團C=O和P=O的特征吸收峰。此外P-AAPL還在波數(shù)為530 cm-1處出現(xiàn)明顯的膽固醇的特征吸收峰。脂類官能團的出現(xiàn)對于多糖被脂類壁材包封有著重要意義。

2.3 不同濃度P-AAP和P-AAPL溶液的靜態(tài)流變學(xué)結(jié)果

流變特性能夠評估流體的力學(xué)性能，黏度能夠影響流體的感官品質(zhì)，它是用來評估流體品質(zhì)的一個重要因素，代表了流體內(nèi)部結(jié)構(gòu)被破壞的難易程度[22]。脂質(zhì)體具有與細(xì)胞膜相類似的磷脂雙分層結(jié)構(gòu)，具有一定的流動性。本研究以表觀黏度為因變量，以剪切速率為自變量，探究不同濃度P-AAP和P-AAPL溶液的靜態(tài)流變學(xué)結(jié)果。不同濃度P-AAP和P-AAPL溶液的表觀黏度與剪切速率的關(guān)系曲線見圖7。

圖7 不同濃度P-AAP和P-AAPL溶液的表觀黏度與剪切速率的關(guān)系Fig.7 Relationship between apparent viscosity and shear rate of P-AAP and P-AAPL solutions at different concentrations

如圖7A所示，不同濃度P-AAP表現(xiàn)出剪切稀釋的假塑性流體現(xiàn)象。當(dāng)P-AAP為2.5 mg/mL時，隨著剪切速率的不斷升高，P-AAP的表觀黏度從467.21 mPa·s下降到 187.78 mPa·s。當(dāng)P-AAP為 0.5 mg/mL時，隨著剪切速率的不斷升高，P-AAP的表觀黏度從61.43 mPa·s下降到8.23 mPa·s。在一定的剪切速率下，隨著P-AAP濃度的升高，多糖溶液的表觀黏度增加，剪切稀化現(xiàn)象也愈來愈明顯。剪切速率為10 s-1，當(dāng)PAAP 濃度為 0.5、1.0、1.5、2.0、2.5 mg/mL 時，表觀黏度分別為 53.90、122.35、214.85、285.23、410.32 mPa·s。

如圖7B所示，不同濃度P-AAPL表現(xiàn)出剪切稀釋的假塑性流體現(xiàn)象。當(dāng)P-AAPL濃度為2.5 mg/mL時，隨著剪切速率的不斷升高，P-AAPL的表觀黏度從561.23 mPa·s下降到 414.25 mPa·s。當(dāng) P-AAPL 為0.5 mg/mL時，隨著剪切速率的不斷升高，P-AAPL的表觀黏度從224.58 mPa·s下降到157.12 mPa·s。在一定的剪切速率下，隨著P-AAPL濃度的升高，多糖溶液的表觀黏度增加，剪切稀化現(xiàn)象也愈來愈明顯。剪切速率為 10 s-1，當(dāng) P-AAPL 濃度為 0.5、1.0、1.5、2.0、2.5mg/mL 時，黏度分別為213.11、280.25、401.55、465.84、538.96 mPa·s。在相同的剪切速率下，磷酸化黑木耳多糖脂質(zhì)體表觀黏度明顯高于磷酸化黑木耳多糖，可能是由于脂質(zhì)體和多糖間的氫鍵數(shù)量增加，脂質(zhì)體和多糖的氫鍵較黑木耳多糖間的氫鍵難斷裂[37]。

2.4 脂質(zhì)體包封前后多糖的DPPH自由基的清除能力測定

DPPH自由基的清除能力是判斷抗氧化能力的重要指標(biāo)，主要是通過DPPH自由基的孤對電子與單電子配對，使自身的紫色變?yōu)辄S色，且在517 nm的波長處顯示出最大吸收峰，清除能力越強，吸光度越小[33]。本研究以DPPH自由基的清除能力為因變量，探究脂質(zhì)體包封前后多糖的體外抗氧化能力。脂質(zhì)體包封前后多糖的DPPH自由基清除能力的測定結(jié)果見圖8。

圖8 DPPH自由基清除能力的測定Fig.8 DPPH free radical scavenging ability

由圖8可知，在多糖濃度為6 mg/mL～10 mg/mL時，P-AAP的DPPH自由基清除率明顯高于AAP，且脂質(zhì)體包封后的多糖始終低于包封前多糖的DPPH自由基清除率。當(dāng)多糖濃度為8 mg/mL時，AAP、P-AAP、AAPL和P-AAPL的DPPH自由基清除率分別為34.94%、52.41%、28.78%和42.98%，此時AAP較AAPL的DPPH自由基清除率高6.16%，P-AAP較P-AAPL的DPPH自由基清除率高9.43%。分析可能是因為脂質(zhì)體的磷脂雙分子層包裹了多糖，為避免多糖被空氣氧化，所以包封后多糖的DPPH自由基清除能力下降[22]。

3 結(jié)論

磷酸化修飾前后AAP單糖組成主要由半乳糖醛酸、葡萄糖、果糖、甘露糖和木糖組成，磷酸化修飾前后黑木耳多糖摩爾比由9.2∶8.3∶6.4∶1.6∶1.3變?yōu)?.5∶7.5∶2.6∶0.8∶0.8。傅里葉紅外光譜結(jié)果表明有磷酸基團的接入。掃描電鏡顯示磷酸化修飾后AAP的結(jié)構(gòu)遭到破壞。P-AAPL包封率為83.26%，平均粒徑為（122.42±1.41）nm，電位主要分布在-61.74 mV～-32.04 mV范圍內(nèi)，多分散指數(shù)為0.298±0.035。傅里葉變換紅外光譜結(jié)果表明，脂質(zhì)體與P-AAP之間無新的化學(xué)鍵產(chǎn)生。P-AAP和P-AAPL都表現(xiàn)出典型的非牛頓行為和明顯的剪切稀化現(xiàn)象，均為假塑性流體。在多糖濃度為6 mg/mL～10 mg/mL時，P-AAP的DPPH自由基清除率明顯高于AAP，且脂質(zhì)體包封后的多糖始終低于包封前多糖的DPPH自由基清除率。當(dāng)多糖濃度為8 mg/mL時，AAP較AAPL的DPPH自由基清除率高6.16%，P-AAP較P-AAPL的DPPH自由基清除率高9.43%。以上結(jié)果表明，磷酸化修飾能夠提高AAP的體外抗氧化能力且脂質(zhì)體的包封可以有效防止P-AAP的氧化。