效應蛋白Rhs 對鼠傷寒沙門菌生物學特性影響的研究

董 震，王志林，陳啟偉，吳錦艷，尚佑軍，劉永生，楊世華，蘭 喜*

（1.華南農業(yè)大學獸醫(yī)學院，廣東 廣州 510642；2.中國農業(yè)科學院蘭州獸醫(yī)研究所家畜疫病病原生物學國家重點實驗室，甘肅 蘭州 730046；3.甘肅省定西市安定區(qū)畜牧獸醫(yī)局，甘肅 定西 743000）

沙門菌屬（Salmonella）是一群寄生在人類和動物體內，引起腸道系統(tǒng)疾病的革蘭陰性桿菌[1]。鼠傷寒沙門菌（Salmonella typhimurium）是沙門菌屬多價O抗血清的B 群，是一種兼性細胞內寄生病原體，廣泛分布于自然界，大小0.6 μm～1.0 μm×2 μm～4 μm，有菌毛、無莢膜、無芽孢，多引起胃腸炎，是重要的人獸共患病病原菌[2]。因此，對鼠傷寒沙門菌開展研究具有重要的公共衛(wèi)生意義。

自然界中一些致病菌為了能在宿主體內生存、增殖和擴散，必須分泌一些毒力因子，而一些非致病菌為了適應其生活環(huán)境，也向外分泌一些蛋白質，使細菌與外界進行能量物質交換或是與其他細菌進行信息傳遞。細菌依賴分泌通路進行蛋白質跨胞漿膜轉運的系統(tǒng)稱為分泌系統(tǒng)[3]。目前已經發(fā)現9種細菌分泌系統(tǒng)[4]。VI 型分泌系統(tǒng)（Type VI secretion system，T6SS）是一種接觸依賴性分泌系統(tǒng)，類似于噬菌體的尾部結構，細菌將產生的效應因子通過該結構分泌到細菌胞外[5]。T6SS 有很多功能，例如能增強致病菌與其它細菌間的競爭力，增加致病菌的毒力等[6]。

Rhs（Rearrangement hotspot）基因在大腸桿菌K-12 型菌株中首次被發(fā)現，該基因最初被認為是細菌發(fā)生基因重組的一個熱點區(qū)域，并以此命名[7]。在傷寒沙門菌中Rhs 由核心rhs基因和與之相鄰的孤立rhs基因兩部分構成[8-9]，核心rhs基因與沙門菌毒力島（Salmonella pathogenicity island，SPI）編碼T6SS 的基因相鄰，沙門菌SPI 編碼不同的調控蛋白，在其感染的過程中發(fā)揮重要調控作用[10]。 Rhs 蛋白是革蘭氏陰性腸桿菌通過T6SS 分泌的毒性效應因子[11]。研究發(fā)現，細菌Rhs 蛋白通常攜帶毒素結構域，提示該蛋白可能與細菌的致病力相關[12]。革蘭氏陰性菌的Rhs 蛋白參與介導細菌之間為了生長而爭奪有限營養(yǎng)或空間的競爭[13]。但鼠傷寒沙門菌未見相關研究，為了研究鼠傷寒沙門菌效應分子Rhs 的功能，本研究構建鼠傷寒沙門菌CVCC541 株的rhs1、rhs2基因缺失株及回補株，比較分析效應分子Rhs 對鼠傷寒沙門菌生物學特性和致病力的影響，從而為研究該基因在細菌致病機制中的作用奠定了基礎。

1 材料與方法

1.1 菌株、質粒及細胞鼠傷寒沙門菌株CVCC541，質粒pKD46、 pKD4 和pCP20、Hela 細胞、小鼠巨噬細胞RAW264.7 細胞均由實驗室保存。

1.2 主要試劑OMEGA 質粒提取試劑盒購自Omega公司；高保真酶PrimeSTAR?Max DNA Polymerase、DNA 凝膠回收試劑盒、DL5000 DNA Marker 購自Ta-KaRa 公司；限制性內切酶DpnI 購自美國Promega公司；L-（+）阿拉伯糖購自生工生物工程（上海）有限公司；Fetal bovine serum（FBS）、培養(yǎng)液DMEM、0.25% Trypsin-EDTA (胰酶）均購自美國Gibco 公司；Triton X-100 購自Sangon 公司；雌性6 周齡體質量18 g～20 g SPF 級昆明（KM）小鼠購自中國農業(yè)科學院蘭州獸醫(yī)研究所實驗動物中心。

1.3 引物的設計與合成根據NCBI 鼠傷寒沙門菌14028S 基因組序列（CP001363.1），分析rhs1基因（STM14_0340）、rhs2基因（STM14_0341）位置，設計敲除引物Rhs1-qcF/R 和Rhs2-qcF/R，鑒定缺失菌株引物Rhs1-jdF/R 和Rhs2-jdF/R，以及一對卡那霉素抗性基因引物Kan-F/R，用于構建回補株的引物Rhs1-EcoR I-F/Rhs1-HindIII-R 和Rhs2-EcoR I-F/Rhs2-HindIII-R，鑒定回補株引物pSTV28-F/R（表1）。引物均由西安擎科澤西生物科技有限責任公司合成。

表1 引物序列Table 1 Primers used in this study

1.4 rhs1和rhs2基因缺失株的構建與鑒定為了獲得rhs1和rhs2同源DNA 片段，分別以Rhs1-qcF/R、Rhs2-qcF/R 為引物，質粒pKD4 作為模板。經PCR分別擴增含上、 下游同源臂及卡那霉素抗性基因的片段rhs1-pKD4、rhs2-pKD4。將pKD46 質粒經電轉化至傷寒沙門菌CVCC541 感受態(tài)細胞中，篩選獲得重組菌pKD46/CVCC541，將重組菌振蕩培養(yǎng)OD600nm值為0.2 時，加終濃度為30 mmol/L 的L-（+）阿拉伯糖，誘導至OD600nm≈0.6，制備成感受態(tài)細胞。將擴增得到的rhs1-pKD4 和rhs2-pKD4 基因片段分別電擊轉化入pKD46/ CVCC541 感受態(tài)細胞，以同源重組替換rhs1和rhs2基因，構建Δrhs1∷kan和Δrhs2∷kan，并分別利用兩對鑒定rhs1的引物Rhs1-jdF/Kan-R、Kan-F/Rhs1-jdR，和兩對鑒定rhs2的引物Rhs2-jdF/Kan-R、Kan-F/Rhs2-jdR 進行PCR 鑒定。取上一步鑒定正確的重組菌株Δrhs1∷kan 和Δrhs2∷kan，制備感受態(tài)細胞，并將pCP20 質粒電擊轉化入該感受態(tài)細胞內，42 ℃，振蕩培養(yǎng)。獲得基因缺失菌株CVCC541Δrhs1和CVCC541Δrhs2，利用相應引物進行PCR 鑒定，PCR 產物由西安擎科澤西生物科技有限責任公司測序。

1.5 rhs1和rhs2基因回補株CVCC541Δrhs1和CVCC541Δrhs2的構建以鼠傷寒沙門菌CVCC541基因組DNA 作為模板，以Rhs1-EcoR I-F/Rhs1-Hind III-R 和Rhs2-EcoR I-F/Rhs2-Hind III-R 為引物，利用PCR 分別擴增包含啟動子及開放閱讀框（ORF）的EcoR I-rhs1-Hind III 、EcoR I-rhs2-Hind III 回補基因片段，將擴增產物酶切純化后克隆至pSTV28表達質粒中，構建回補質粒pSTV28-rhs1和pSTV28-rhs2，將其分別電轉入基因缺失株感受態(tài)細胞CVCC541Δrhs1和CVCC541Δrhs2，通過氯霉素抗性篩選得到回補菌株C-Δrhs1、C-Δrhs2，采用引物pSTV28-F/R 經PCR 鑒定并測序鑒定。

1.6 缺失株的體外遺傳穩(wěn)定性試驗參照文獻[14]的研究方法，將得到的基因缺失菌株CVCC541Δrhs1和CVCC541Δrhs2，以及親本株在無抗LB 平皿上劃線傳代培養(yǎng)，并分別在第5、10、15、20、25 和30代，挑取單菌落，利用鑒定引物經PCR 鑒定基因缺失株的遺傳穩(wěn)定性。

1.7 細菌的生長曲線測定分別挑取親本株、基因缺失株和回補株的單菌落，37 ℃、180 r/min 振蕩培養(yǎng)17 h 后取各菌液100 倍稀釋后，37 ℃振蕩培養(yǎng)，每隔1 h 測定OD600nm，共測定17 h，并以無菌LB 培養(yǎng)基為空白對照測定OD600nm，每個時間點的菌液重復測定3次，取其平均值繪制生長曲線，完整試驗重復3次。

1.8 菌株CVCC541、CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2、C-Δrhs1和C-Δrhs2黏附Hela 細胞試驗按參考文獻[15]方法，將Hela 細胞以4×105個/孔，接種于24 孔細胞培養(yǎng)板中，待Hela 細胞長成單層后，設置三個平行孔并于黏附試驗開始前1 h 換DMEM培養(yǎng)。將親本株CVCC541、缺失株CVCC541Δrhs1和CVCC541Δrhs2、回補株C-Δrhs1和C-Δrhs2培養(yǎng)至OD600nm≈0.7，離心菌液收集菌體并用DMEM 培養(yǎng)基將菌液調整為感染復數（MOI）為10 的懸液，接種1 mL/孔，分別感染Hela 細胞，置于37 ℃，5%的CO2培養(yǎng)3 h。棄培養(yǎng)基，用PBS 清洗，加入1 mL/孔0.25%的Trypsin-EDTA（胰酶）消化，取100 μL 懸液，10 倍倍比稀釋，涂布于LB 平皿并菌落計數，整個試驗重復3 次。細菌黏附率計算公式：黏附率=（黏附的細菌數cfu/最初接種細菌數cfu）×100%。

1.9 菌株CVCC541、CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2、C-Δrhs1和C-Δrhs2侵襲Hela 細胞試驗各菌株感染細胞的方法與1.8 黏附試驗相同。參照文獻[16]方法，細菌感染細胞培養(yǎng)3 h 后棄去培養(yǎng)基，用PBS 清洗，每孔加入1 mL 含慶大霉素（300 μg/mL）的DMEM 培養(yǎng)基，繼續(xù)培養(yǎng)1 h 后棄去培養(yǎng)基，用PBS 清洗細胞表面，每孔加入1 mL含濃度為1% Triton X-100 的PBS，吹打使細胞脫落裂解，取100 μL 懸液10 倍倍比稀釋后涂布于LB 平皿，37 ℃培養(yǎng)記錄菌落個數，整個試驗重復3 次。細菌侵襲率計算公式：侵襲率=（慶大霉素處理得到的細菌數cfu/最初接種細菌數cfu）×100%。

1.10 菌株CVCC541、CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2、C-Δrhs1和C-Δrhs2在巨噬細胞內存活試驗以每孔約5.4×105個RAW264.7細胞接種于24孔細胞培養(yǎng)板中，參照1.8 方法以各菌株感染RAW264.7細胞，后續(xù)試驗方法同1.9，試驗重復3 次。計算吞噬的細菌比例，吞噬后細菌存活率=（被吞噬后存活的細菌數量cfu/加入的細菌數量cfu）×100%。

1.11 菌株CVCC541、CVCC541Δrhs1、CVCC541 Δrhs2、C-Δrhs1 和C-Δrhs2 對小鼠半數致死量（LD50）測定將120 只6 周齡的SPF 級昆明鼠隨機分為I、II、III、IV、V 5 個大組，每大組24 只，分別接種CVCC541、CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2、C-Δrhs1和C-Δrhs2，再將各大組分4 個劑量組，每組6 只，同時設定3 只小鼠的對照組，將細菌培養(yǎng)到OD600nm為0.8，離心收集菌體，用PBS 重懸并將OD600nm值調整至1，做10 倍倍比稀釋，分別取10-5、10-6、10-73 個稀釋度的菌液各0.1 mL 涂布于LB 培養(yǎng)皿中，37 ℃過夜培養(yǎng)，次日菌落計數以計算實際感染量。其中4 個不同劑量組分別腹腔注射0.2 mL 的100、10-1、10-2、10-3不同稀釋度的菌液，對照組經腹腔注射0.2 mL 無菌PBS，接種后小鼠在同等環(huán)境下隔離飼喂，12 h 觀察一次，連續(xù)觀察7 d 并記錄，結果采用寇氏法（Karber）計算LD50[17]。

1.12 統(tǒng)計方法 黏附、侵襲及吞噬后存活試驗數據均采用SPSS11.5 軟件進行分析，各組間差異比較采用t檢驗，P＜0.05 或P＜0.01 為差異具有統(tǒng)計學意義，用GraphPad Prism 5.0 軟件制圖。

2 結 果

2.1 rhs1與rhs2缺失株的構建及鑒定結果為了獲得含有卡那霉素抗性基因且?guī)hs1、rhs2同源臂的片段。以pKD4 質粒為模板利用Rhs1-qcF/R 和Rhs2-qcF/R 兩對引物進行PCR 擴增，結果顯示，PCR 分別擴增出1 567 bp 的DNA 片段（圖1），與預期片段大小相符，表明已獲得帶有rhs1和rhs2同源臂的卡那霉素抗性基因片段rhs1-pKD4、rhs2-pKD4。將同源片段rhs1-pKD4 和rhs2-pKD4 分別電轉入到含pKD46/CVCC541 的菌株，并以該菌株為模板，利用引物Rhs1-jdF/Kan-R，Kan-F/Rhs1-jdR 和Rhs2-jdF/Kan-R，Kan-F/Rhs2-jdR 對其進行PCR 交叉鑒定，結果顯示，卡那霉素基因已替換rhs1基因，擴增的片段大小為1 172 bp 和1 351 bp；卡那霉素基因已替換rhs2基因，擴增大小為1 570 bp 和1 448 bp（圖1），與理論值吻合。測序結果顯示，rhs1、rhs2基因同源區(qū)內序列已被卡那霉素抗性基因取代，并將新菌株命名為Δrhs1∷kan 和Δrhs2∷kan。

將pCP20質粒電轉入Δrhs1∷kan 和Δrhs2∷kan 菌株制成的感受態(tài)細胞內，以篩選后得到的菌株經PCR 鑒定結果顯示，分別擴增出535 bp 和1 131 bp 的DNA 片段（圖1），與理論值相符；測序結果也顯示目的基因被敲除，將新菌株分別命名為CVCC541 Δrhs1、CVCC541Δrhs2。

圖1 基因缺失菌株CVCC541Δrhs1和CVCC541Δrhs2的PCR鑒定結果Fig.1 Identification of gene deletion strains CVCC541Δrhs1 and CVCC541Δrhs2 by PCR

2.2 rhs1和rhs2基因回補株C-Δrhs1和C-Δrhs2的構建及鑒定結果為了構建基因缺失回補株，將構建的回補質粒pSTV28-rhs1 和pSTV28-rhs2電轉入基因缺失株感受態(tài)細胞CVCC541Δrhs1和CVCC541 Δrhs2中，分別利用鑒定引物pSTV28-F/R 進行PCR鑒定，結果顯示，PCR 擴增片段分別為5 971 bp 和2 719 bp（圖2），均與理論值一致，測序結果顯示，回補質粒已被導入缺失株中。表明正確構建了rhs1基因回補株C-Δrhs1和rhs2基因回補株C-Δrhs2。

圖2 基因回補菌株C-Δrhs1與C-Δrhs2的PCR鑒定結果Fig.2 Identification of gene complement strains C-Δrhs1 and C-Δrhs2 by PCR

2.3 缺失菌株體外遺傳穩(wěn)定性試驗結果通過對基因缺失菌株的體外連續(xù)傳代培養(yǎng)，取5～30代缺失株單菌落，分別采用鑒定引物Rhs1-jdF/R和Rhs2-jdF/R進行PCR 鑒定，結果顯示均可擴增出535 bp 和1 131 bp 的目的片段，親本株擴增出4 316 bp 和1 855 bp 的目的片段（圖3）。表明基因缺失菌株在體外傳代能夠穩(wěn)定遺傳。

圖3 缺失菌株體外遺傳穩(wěn)定性的PCR鑒定結果Fig.3 Identification of genetic stability of the deletion strains in vitro by PCR

2.4 細菌的生長曲線測定結果在不同培養(yǎng)時間分別測定鼠傷寒沙門菌親本株、缺失株、回補株懸液的OD600nm值，繪制細菌生長曲線，從生長曲線圖可見培養(yǎng)17 h 期間，0～2 h 為遲緩期、3 h～8 h 為對數期、9 h～13 h 為穩(wěn)定期、14 h～17 h 為衰亡期，缺失株、回補株與親本株CVCC541 相比生長曲線無明顯差異（圖4）。表明Rhs1 和Rhs2 效應因子的缺失不影響鼠傷寒沙門菌的生長特性。

圖4 親本株、缺失株、回補株的生長曲線Fig.4 Growth curve of the wildtype,mutants and complement strain

2.5 菌株CVCC541、CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2、C-Δrhs1和C-Δrhs2黏附Hela 細胞試驗結果本試驗用Hela 細胞作為細胞模型來比較親本株CVCC541 與缺失株CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2及回補株C-Δrhs1、C-Δrhs2對細胞黏附能力的差異。結果顯示，CVCC541 的黏附率為5.213%±0.3744，缺失株CVCC541Δrhs1的黏附率為8.03%±0.9708，缺失株CVCC541Δrhs2的黏附率為8.91%±1.478，回補株C-Δrhs1和C-Δrhs2的黏附率分別為6.543%±0.6835（P＞0.05），5.017%±0.1997。缺失株CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2和回補株C-Δrhs1、C-Δrhs2的黏附能力與親本株相比均無明顯差異（P＞0.05）（圖5）。表明Rhs1 與Rhs2 效應因子的缺失不會影響鼠傷寒沙門菌對Hela 細胞的黏附能力。

圖5 親本株、缺失株、回補株對Hela 細胞黏附率的比較Fig.5 Comparison of adhesion rate of the wildtype,mutants and complement strains to HeLa cells

2.6 菌株CVCC541、CVCC541Δrhs1、CVCC541-Δrhs2、C-Δrhs1和C-Δrhs2侵襲Hela 細胞試驗結果Hela 細胞模型中親本株與基因缺失株，回補株侵襲率結果顯示，親本株CVCC541 的侵襲率為0.2295%±0.09785，缺失株CVCC541Δrhs1和CVCC541Δrhs2的侵襲率分別為1.144%±0.2308、0.7897%±0.1485，回補株CΔrhs1和C-Δrhs2的侵襲率為0.6320%±0.1371（P＞0.05）、0.4803% ± 0.08939。 與親本株相比， 缺失株CVCC541Δrhs1和CVCC541Δrhs2的侵襲能力差異顯著（P＜0.05），且分別提高了4.9倍和3.4倍，回補株CΔrhs1和C-Δrhs2與親本株的侵襲力相比較無明顯差異（P＞0.05）（圖6）。表明Rhs1、Rhs2 效應因子的缺失會增強鼠傷寒沙門菌侵襲細胞的能力。

圖6 親本株、缺失株、回補株對Hela細胞侵襲率的比較Fig.6 Comparison of invasion rate of the wildtype,mutants and complement strains to HeLa cells

2.7 菌株CVCC541、CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2、C-Δrhs1和C-Δrhs2在巨噬細胞內存活試驗結果比較親本株CVCC541、基因缺失株CVCC541 Δrhs1、CVCC541Δrhs2和基因回補株C-Δrhs1、C-Δrhs2在巨噬細胞內的存活能力。結果顯示，CVCC541 被巨噬細胞吞噬后存活率為0.817%±0.1116，缺失株CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2吞噬后存活率分別為6.447%±0.4324%、4.86%±0.3787%；回補株C-Δrhs1和C-Δrhs2的吞噬后存活率分別為4.220%±0.5372、3.717%±0.3718（圖7）。相對于親本株CVCC541，缺失株CVCC541Δrhs1與CVCC541Δrhs2被吞噬后存活力分別上升了7.8 倍和5.9 倍（P＜0.01），而回補株的基因功能部分恢復（P＜0.05）。結果表明，Rhs1 和Rhs2效應因子的缺失提高了鼠傷寒沙門菌在巨噬細胞內的生存能力。

圖7 親本株、缺失株、回補株被吞噬后的存活能力Fig.7 Survival rate of the wildtype,mutants and complement strains in phagocytic

2.8 菌株CVCC541、CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2、對小鼠LD50測定結果親本株CVCC541、基因缺失株CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2和基因回補株C-Δrhs1、C-Δrhs2經腹腔注射感染小鼠，測定各菌株的LD50。對小鼠致病性結果顯示，親本株CVCC541對小鼠的死亡率為70.8%，LD50為2.53×106cfu/mL；缺失株CVCC541Δrhs1對小鼠的死亡率為50%，LD50為1.31×107cfu/mL；缺失株CVCC541Δrhs2對小鼠的死亡率為58.3%，LD50為5.40×106cfu/mL；回補株C-Δrhs1對小鼠的死亡率為62.5%，LD50為3.82×106cfu/mL；回補株C-Δrhs2的死亡率為62.5%，LD50為4.67×106cfu/mL。缺失株CVCC541Δrhs1、CVCC541Δrhs2與親本株CVCC-541 相比LD50分別下降了5.2 倍和2.1 倍，而回補株的毒力部分恢復。結果表明，鼠傷寒沙門菌Rhs1 和Rhs2 效應因子的缺失會降低細菌的致病力使細菌的毒力下降。

3 討 論

研究細菌與宿主之間的相互作用對于細菌生理學和改進細菌感染治療方案具有重要意義。為了更深入了解鼠傷寒沙門菌效應因Rhs 在感染與致病過程中發(fā)揮的生物學功能，本研究利用Red 同源重組技術構建了傷寒沙門菌rhs基因缺失株和回補株，通過測定親本株、缺失株、回補株的生物學特性，初步評價了效應因子Rhs 在鼠傷寒沙門菌感染和致病過程中發(fā)揮的作用。試驗結果表明，缺失株經過多次傳代培養(yǎng)后遺傳特性穩(wěn)定；rhs基因的缺失對鼠傷寒沙門菌的體外生長和黏附細胞的能力無明顯影響，而侵襲細胞能力和存活能力顯著的上升；通過構建小鼠感染模型進行毒力的比較，rhs基因的缺失導致細菌毒力減弱，進而降低了對小鼠的致死率。這說明效應因子Rhs 對鼠傷寒沙門菌在細胞內生存和致病的過程發(fā)揮著重要作用，可能是決定細菌在宿主機體內定居、增殖、擴散以及致病的重要因子之一。

本實驗敲除了鼠傷寒沙門菌rhs基因導致細菌在細胞的侵襲能力和存活能力均增強，這種現象與小鼠致病性試驗結果似乎矛盾。正常情況，缺失rhs基因的細菌在宿主細胞內增殖加速，可能意味著細菌毒力的增強，然而這與本實驗結果相反。推測原因可能是由于效應因子Rhs 具有II 型毒素-抗毒素（Toxin-Antititoxin，T-A）系統(tǒng)中的毒素功能?？苟舅厝菀妆粦ふT導產生的蛋白酶LON 降解[18-19]。有研究鼠傷寒沙門氏菌進入巨噬細胞后LON 表達上調[20]，表明在這種情況下抗毒素被加速降解，因為細菌缺乏足夠水平的抗毒素，所以會導致具有Rhs T-A 系統(tǒng)的細菌毒素水平上升停止生長，相反缺乏T-A 系統(tǒng)的突變株生長受限較小，進而使鼠傷寒沙門氏菌rhs基因缺失株比親本株在細胞內的增殖速度更快。本研究團隊將進一步實驗驗證上述推論。

另外有研究表明，Rhs 蛋白毒素殺傷不具有選擇性，同時銅綠假單胞菌中的rhs基因能編碼一種針對哺乳動物的毒力因子可以調節(jié)宿主的炎癥反應，伯氏嗜線蟲致病桿菌的rhs基因可以編碼一種對線蟲有毒的蛋白質[21]，敲除rhs基因的鼠傷寒沙門氏菌SL1344 突變株在感染豬和牛的試驗中毒力減弱[22]。Yu 等發(fā)現核盤菌的Ss-Rhs1 是一種分泌型Rhs重復蛋白它對細菌的毒力至關重要[23]。這些實驗結果也印證了本研究小鼠半數致死量試驗得出的關于效應因子Rhs 在細菌致病機制中發(fā)揮重要作用的結論?？梢奟hs 毒素確實是鼠傷寒沙門菌的毒力因子之一，rhs基因的缺失造成了Rhs 毒素的減少可導致細菌對宿主的毒力降低。。

本研究通過對傷寒沙門菌rhs1和rhs2基因生物學特性的探究，一定程度上首次證實了效應因子Rhs 參與了傷寒沙門菌在細胞內的增殖和存活能力，同時也表明了該基因與宿主被感染后致病力有密切關系，為深入研究該基因在細菌感染及致病宿主機體的過程中提供了見解。