SPME-GC-MS分析炭黑曲霉揮發(fā)性物質的條件優(yōu)化

李夢華，王國義，張曉旭,3，張 磊，程 湛，馬麗艷，李景明,*

（1.中國農(nóng)業(yè)大學食品科學與營養(yǎng)工程學院，北京 100083；2.北京物資學院物流學院，北京 101149；3.天津科技大學食品工程與生物技術學院，天津 300457；4.新疆農(nóng)業(yè)大學科研管理處，新疆 烏魯木齊 830091）

炭黑曲霉（Aspergillus carbonarius）為曲霉屬黑色曲霉菌，主要侵染葡萄、咖啡、可可和花生等食品[1]，當食品受到炭黑曲霉污染后會出現(xiàn)腐敗變質、營養(yǎng)散失等現(xiàn)象，甚至還會產(chǎn)生有毒的代謝物質——赭曲霉毒素（ochratoxin A，OTA）[2]。OTA對人體的危害僅次于黃曲霉毒素，它主要侵害人和動物的腎臟和肝臟[3]，具有致畸[4]、致癌[5]、致突變[6]等作用，還具有免疫系統(tǒng)毒性[7]、神經(jīng)毒性[8]，被國際癌癥研究機構定為2B級致癌物[9]。食品中有害微生物及真菌毒素的檢測，通常使用微生物培養(yǎng)或液相色譜-質譜聯(lián)用儀甚至分子學手段[10-12]，這些方法不僅前處理復雜，檢測耗時，而且所需設備投資大。因此，迫切需要建立一種快速、有效且較少損壞檢測基質原有狀態(tài)的方法，以便對食品和環(huán)境受微生物污染情況進行評價。

微生物在其代謝過程中通常會產(chǎn)生揮發(fā)性物質（microbial volatile organic compounds，MVOCs），它們是由微生物以乙酸鹽、氨基酸、脂肪酸、酮酸和糖類等多種物質為底物，通過初級代謝和次級代謝過程形成的一類天然有機組分[13]。研究發(fā)現(xiàn)已有近1 000 種MVOCs被確定，可分為酮類、醇類、醛類、酯類、萜烯類、烴類和芳香類等[14-15]。這些物質往往具有較低的閾值，可以被人類的嗅覺所感知，并且在微生物菌落可見之前便可被檢測到[16-17]，因此具有廣泛的應用前景。

不同種微生物產(chǎn)生的MVOCs具有種屬特異性，因此MVOCs不僅可作為種屬鑒別的標志物[18-19]，在食品受微生物污染程度判斷方面更具有應用潛力[20]。研究表明，3-辛酮、1-辛烯-3-醇等C8類物質多具有蘑菇、霉土氣味，可作為食品腐敗的標志性物質[21-22]。此外，MVOCs還與微生物毒素的產(chǎn)生有一定相關性[22]，可用于探究微生物生長過程中特定生命活動（例如合成、積累真菌毒素等），從側面闡明微生物代謝活動規(guī)律。綜上可知，通過測定MVOCs的種類及含量，可為早期預測、預警食品腐敗或毒素污染情況[23-24]，盡早采取措施進行控制提供一種新的思路和途徑。

固相微萃取-氣相色譜-質譜聯(lián)用（solid-phase microextraction-gas chromatography-mass spectrometry，SPME-GC-MS）法[25]是近年來揮發(fā)性成分分析中較為經(jīng)典的方法，具有簡便操作、無需前處理及溶劑萃取、所需樣品量少等優(yōu)點，在食品、環(huán)境、天然產(chǎn)物、醫(yī)藥衛(wèi)生、臨床化學、毒理和法醫(yī)學等諸多領域的研究中使用廣泛[26-27]，但針對真菌MVOCs的研究應用鮮有報道。本實驗擬采用SPME-GC-MS法分析炭黑曲霉MVOCs，通過對萃取頭涂層材料、萃取溫度和萃取時間進行優(yōu)化，以期得到基于SPME-GC-MS的炭黑曲霉MVOCs最佳分析鑒定方法，并對該方法進行評價，確立用于檢測炭黑曲霉MVOCs的較好條件，為以后食品中霉菌污染情況的快速無損檢測提供實驗參考。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

2 株炭黑曲霉（Aspergillus carbonarius），編號分別為CCTCC AF2011004（AF菌）和CCTCC AF2015027（SD菌）獲得于中國典型培養(yǎng)物保藏中心（CCTCC）。2 株菌篩選來源不同，其中AF菌從葡萄果實中分離得到[28]，SD菌從葡萄干產(chǎn)品中分離得到[29]。

查氏酵母膏瓊脂（CYA）培養(yǎng)基 北京奧博星生物技術有限責任公司；Milli Q water（電阻率≥18.2 Ω） 美國Millipore公司；正構烷烴C8～C20美國Supelco公司；揮發(fā)性組分標準樣品（3-辛酮、1-辛烯-3-醇、2-辛烯-1-醇、棕櫚酸甲酯、α-柏木烯、羅漢伯烯、β-法尼烯、β-花柏烯、花側柏烯、反式-橙花叔醇、苯乙烯）、內標C14美國Sigma公司。

1.2 儀器與設備

LDZX-50FBS立式壓力蒸汽滅菌器 上海申安醫(yī)療器械廠；XSZ-3G型顯微鏡 重慶國電儀器有限公司；DL-CJ-2ND型超凈工作臺 武漢愛斯佩科學儀器有限公司；DHP-9162型培養(yǎng)箱 上海一恒科技有限公司；固相微萃取手柄、固相微萃取頭（50/30 μm DVB/CAR/PDMS、75 μm CAR/PDMS、100 μm PDMS、85 μm PA）、加熱磁力攪拌器 美國Supelco公司；SPME樣品瓶（30 mL） 中國安普公司；6890-5973 GC-MS聯(lián)用儀、DB-5氣相色譜柱（30 m×0.25 mm，0.25 μm）美國安捷倫公司。

1.3 方法

1.3.1 樣品制備

菌株活化：從甘油管中吸取100 μL孢子懸液均勻涂布于CYA培養(yǎng)基平板上，25 ℃避光培養(yǎng)5 d，用接種環(huán)蘸取少量孢子在相同的培養(yǎng)條件下進行第二次活化，以獲得活力較好的菌株。待培養(yǎng)基表面布滿孢子后，加入10 mL 0.05%吐溫80無菌溶液輕輕刮取，再用8 層紗布過濾掉菌絲，制得孢子懸液。顯微鏡計數(shù)，再用吐溫80溶液稀釋至孢子濃度為106個/mL。

樣品培養(yǎng)：吸取10 mL配制好的CYA培養(yǎng)基到30 mL小瓶中，121 ℃高壓滅菌20 min。滅菌后鋪至斜面，待培養(yǎng)基凝固后，接種100 μL孢子懸液至斜面，搖勻，25 ℃避光培養(yǎng)5 d。

1.3.2 SPME分離

先將首次使用的固相微萃取頭分別在GC的進樣口于250 ℃老化至無雜峰。將10 μL 5 mg/L C14內標添加到培養(yǎng)炭黑曲霉的樣品瓶內，放入一定溫度的恒溫水浴環(huán)境中。插入SPME裝置到樣品瓶中，推出萃取頭，保持高度一致，頂空吸附一段時間，再將其從樣品瓶中拔出，插入GC-MS進樣口，推出萃取頭于240 ℃解吸附7 min。

1.3.3 GC-MS分析

GC條件：參考Jeleń等[30]檢測方法，色譜柱為極性色譜柱DB-5（30 m×0.25 mm，0.25 μm），進樣口溫度240 ℃，氣相色譜升溫程序：35 ℃保持1 min，以5 ℃/min的速度升溫至230 ℃，再以20 ℃/min升溫至280 ℃。載氣為高純氦氣，流速1 mL/min，不分流進樣。

MS條件：電子電離源，電離能量70 eV，離子源溫度230 ℃；掃描模式為全掃描，質量范圍為40～440 u。

1.3.4 定性定量方法

定性：鑒定結果由NIST08譜庫檢索保留指數(shù)、標準品共同確定。檢索譜庫結果按相似度大于800（最大值1 000）的原則作為鑒定結果。

定量：有標樣的物質用線性回歸方程進行定量，無標樣的揮發(fā)性成分利用結構相似物質標準曲線進行定量[20,31]。

1.3.5 方法可行性評價

線性范圍：對有標樣的組分進行線性范圍測定。分別配制不同濃度的混合標準溶液，在上述實驗條件下找出它們的線性范圍，繪制標準曲線。每條標曲由7 個濃度點組成，每個濃度點進行3 次方法學平行實驗。

檢出限（limit of detection，LOD）和定量限（limit of quantify，LOQ）：符合信噪比為10的加標樣品所對應的濃度為LOQ；符合信噪比為3的加標樣品對應的濃度為LOD。

加標回收實驗及精密度：加標實驗要求在1 d內完成。將2 個水平的溶劑混標添加到空白培養(yǎng)基中，靜置2 h以待標樣浸入培養(yǎng)基中，每個水平重復6 次。當回收率在70%～120%范圍內，相對標準偏差（relative standard division，RSD）低于20%時，可認為回收率符合要求；計算相對標準偏差作為精密度。

1.4 數(shù)據(jù)統(tǒng)計

實驗結果以 ±s表示，數(shù)據(jù)采用SPSS 21.0數(shù)理分析統(tǒng)計軟件進行單因素方差分析，P小于0.05為具有顯著性差異，認為具有統(tǒng)計學意義。運用Excel軟件進行圖形繪制及處理。

2 結果與分析

2.1 固相微萃取頭的選擇結果

不同材質的萃取頭對不同化合物的萃取效率不同，本實驗選用了50/30 μm DVB/CAR/PDMS、75 μm CAR/PDMS、100 μm PDMS、85 μm PA四種萃取頭在萃取溫度45 ℃、萃取時間60 min的條件下，分別考察了其對炭黑曲霉MVOCs的萃取分離效果，得到的GC-MS總離子色譜圖如圖1所示。結果表明，DVB/CAR/PDMS萃取頭能萃取到酯類、醇類、酮類、醛類物質和半萜烯類物質。盡管CAR/PDMS也萃取到了以上4 類化合物，但是萃取到的半萜烯類物質種類少于DVB/CAR/PDMS復合萃取頭，且烴類物質萃取到的種類與響應也不如DVB/CAR/PDMS高。而PDMS和PA萃取頭與DVB/CAR/PDMS復合萃取頭相比，雖能萃取到更多的烴類物質，且響應水平高，但未能萃取到酯類物質，而且萃取到的半萜烯類物質種類較DVB/CAR/PDMS復合萃取頭少、響應水平低。這與Jeleń[32]和Sun Dongdi[33]等的結果一致。本方法擬捕獲較多種類物質以及達到較高響應度為原則，因此，最終選擇DVB/CAR/PDMS復合涂層萃取頭作為炭黑曲霉MVOCs的萃取涂層。

圖1 4 種萃取頭MVOCs總離子流圖Fig. 1 Total ion current (TIC) chromatograms of MVOCs extracted with four different SPME fibers

2.2 SPME溫度的選擇結果

溫度對SPME效果有雙重效應。溫度升高，一方面可加速樣品中MVOCs的運動，有利于SPME；另一方面也會增加萃取頭的解吸速度，從而降低萃取效率。本實驗參考Jeleń等[21]的研究，用DVB/CAR/PDM萃取頭在45、60 ℃和75 ℃條件下進行優(yōu)化，結果如圖2所示，隨著提取溫度升高，各類物質的相對含量（與內標峰面積的比值）總和也隨之升高。但當溫度升高至75 ℃時，培養(yǎng)基融化，無法維持原有形態(tài)，影響萃取效果。因此，最終選擇60 ℃作為炭黑曲霉MVOCs的最佳萃取溫度。

2.3 萃取時間的選擇結果

圖2 不同萃取條件下酯、醇酮醛、半萜烯和烴類物質相對含量和總峰面積比較Fig. 2 Comparison of relative content and total peak area of MVOCs under different extraction conditions

如圖2所示，隨著萃取時間延長，酯類、萜烯類和烴類物質呈現(xiàn)先升高后降低的趨勢；而醇、酮、醛類物質則隨著提取時間延長，提取效率一直升高，但30 min延長到60 min其相對含量顯著升高，而60 min到90 min升高幅度不大?？偡迕娣e的變化規(guī)律與醇、酮、醛類物質變化規(guī)律相似，隨著時間的延長，提取效率升高，但60 min到90 min提升幅度不大。因此，綜合考慮提取效率和高效省時問題，最終選擇60 min為炭黑曲霉MVOCs的最佳萃取時間。

2.4 方法學評價

采用上述建立的提取檢測方法，參考Jeleń等[34]檢測到的炭黑曲霉MVOCs結果，選取各類物質中含量較高的組分標準品進行方法學評價實驗。結果如表1所示，線性回歸方程在相應的線性范圍內，線性良好，回歸系數(shù)均高于0.99。加標回收率均在80%～120%之間，符合方法學要求。全部標準品的LOD值在0.01～0.05 mg/L之間；LOQ值在0.03～0.17 mg/L之間?？梢娫摲椒ǖ撵`敏度較高，對于真菌生長初期的痕量揮發(fā)性組分也能準確定量。

表1 MVOCs加標回收率、線性回歸方程以及回歸系數(shù)Table 1 Recoveries, linear regression equations and regression coefficients of MVOCs

2.5 炭黑曲霉MVOCs分析鑒定

圖3 炭黑曲霉GC-MS總離子流圖Fig. 3 TIC chromatograms of MVOCs from A. carbonarius

實驗采用上述建立的提取方法，結合GC-MS對SD菌和AF菌兩株炭黑曲霉菌培養(yǎng)5 d過程中的MVOCs進行檢測。如圖3所示，共檢測到32 種MVOCs。在這些MVOCs中，醛類物質1 種，酮類物質1 種，醇類物質2 種，酯類物質6 種，半萜烯類物質10 種，烴類物質11 種和環(huán)化二縮酸酐物質1 種。表2列出了全部物質的定性方式、保留指數(shù)。所有物質經(jīng)過NIST庫比對，相似度均在800以上，計算出的保留指數(shù)與文獻進行比對，差值均在50以內，此外對于有標樣的組分還根據(jù)保留時間進一步定性。因而本方法對檢測到的32 個MVOCs定性準確。

兩株炭黑曲霉生長過程中MVOCs的定量情況如表2所示。首先，2 株曲霉均檢測到3-辛酮、2-辛醛、1-辛烯-3-醇和2-辛烯-1醇。這與先前研究中報道的C8化合物相一致[21-22]。這些C8類物質呈現(xiàn)蘑菇氣味，被作為食品腐敗的標志性物質[22]。且炭黑曲霉中檢測到的這些C8化合物含量呈現(xiàn)先升高再降低的趨勢，均在生長到第3天時達到最高值，這可能與第3天霉菌開始產(chǎn)孢、產(chǎn)毒素有著某種關聯(lián)。其次，在2 株炭黑曲霉中檢測到的酯類物質均為脂肪酸甲酯，包括辛酸、4-癸烯酸、十五烷酸、棕櫚酸、亞油酸和油酸。在本實驗中，酯類物質在真菌生長第2天的時候大量合成，第3天總量降低，而第3天時炭黑曲霉的黑色孢子開始產(chǎn)生，其代謝可能與真菌產(chǎn)孢相關。2 株炭黑曲霉共檢測到11 種半萜烯類化合物，均檢測到了反式橙花叔醇，其含量變化規(guī)律一致，均呈現(xiàn)先升高后降低的趨勢。另外AF菌種還檢測到了柏木烯、羅漢伯烯、長蒎烯、花柏烯、雪松烯等，SD菌中還檢測到β-法尼烯。苯乙烯是2 種炭黑曲霉均產(chǎn)生的烴類物質，在2 株菌生長過程中，其含量變化規(guī)律一致，均呈現(xiàn)先升高后降低的趨勢，并在第4天達到最大值。其他10 種烴類物質在不同的真菌中被檢測到[35]。

表2 炭黑曲霉MVOCs及其保留指數(shù)、定性方法和氣味描述Table 2 Retention index and odor description of MVOCs

將檢測到的MVOCs，按照其嗅覺感官特征描述（表2）進行分類，可以將其劃分為霉味、蘑菇味、木頭味、化學烴味、脂肪味、水果味、草本味7 大類物質。將2 種菌中5 d生長過程中檢測到的MVOCs按照上述感官特征分類進行匯總，根據(jù)其含量之和繪制雷達圖，結果如圖4所示。從圖4可以看到，在5 d生長期內，2 種炭黑曲霉所產(chǎn)生的MVOCs總量均具有明顯差異。盡管2 種菌生長過程中在不同的感官特性上的積累各有不同，但是具有蘑菇味的揮發(fā)性成分在2 種菌含量均為最高，這種高濃度的積累在兩種菌生長到第3天時表現(xiàn)最為明顯。蘑菇氣味的貢獻者主要是1-辛烯-3-醇，它是霉菌產(chǎn)生的典型MVOCs，可作為食品腐敗的標志物[22]?；瘜W烴氣味化合物的積累僅次于蘑菇氣味成分積累，2 株菌表現(xiàn)的規(guī)律一致，從第2天達到顯著積累后，化學烴類揮發(fā)性成分就一直保持著較高水平的穩(wěn)定存在。綜上可知，2 株菌生長過程中產(chǎn)生的MVOCs具有顯著差異，其種類和含量是不斷變化的，但二者具有一定的共性。這與Poliziz等[18-19]的研究結果一致，微生物的MVOCs可能與微生物毒素的產(chǎn)生有一定相關性，可作為食品污染指示劑，用來判定食品是否發(fā)生腐敗或發(fā)生腐敗的程度。

圖4 兩株菌MVOCs感官特征雷達圖Fig. 4 Spider graphs for MVOCs from two strains

3 結 論

本實驗采用SPME-GC-MS聯(lián)用技術建立了一種檢測炭黑曲霉生長過程中MVOCs的檢測方法：選用3 種涂料復合萃取頭（DVB/CAR/PDMS）、萃取溫度60 ℃、萃取時間60 min。對2 株不同的炭黑曲霉MVOCs進行了分析，結果共檢測到32 種揮發(fā)性組分，其中有1 種醛類物質、1 種酮類物質、2 種醇類物質、6 種酯類物質、10 種半萜烯類物質、11 種烴類物以及1 種環(huán)化二縮酸酐物質。通過對上述MVOCs的檢測可以發(fā)現(xiàn)，2株炭黑曲霉在生長過程中，MVOCs的種類和含量均不斷變化，并在不同生長期其揮發(fā)性成分表現(xiàn)出蘑菇味、化學烴味等不同的感官特性，證明挖掘其生長期間的標志性揮發(fā)性產(chǎn)物，可以為食品微生物污染的快速檢測提供依據(jù)。

參考文獻：

[1]蔣春美, 師俊玲, 劉延琳, 等. 葡萄中產(chǎn)赭曲霉毒素A炭黑曲霉的控制方法[J]. 食品安全質量檢測學報, 2016, 7(6): 2168-2174.

[2]趙偉睿, 馬海樂, 劉斌. 微生物揮發(fā)性物質及其在食品工業(yè)中的應用[J]. 食品科技, 2009(8): 32-37.

[3]BOZAICA R, RADOVAN F, MAJA P, et al. Ochratoxin A in human sera in the area with endemic nephropathy in Croatia[J]. Toxicology Letters, 1997, 91(2): 105-109. DOI:10.1016/S0378-4274(97)03877-0.

[4]HAYES A W, MELTON R, SMITH S J. Effect of aflatoxin B1,ochratoxin and rubratoxin B on a protozoan, Tetrahymena pyriformis HSM[J]. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology,1974, 11(4): 321-325.

[5]RACHED E, HARD G C, BLUMBACH K, et al. Ochratoxin A:13-week oral toxicity and cell proliferation in male F344/N rats[J].Toxicological Sciences, 2007, 97(2): 288-298. DOI:10.1093/toxsci/kfm042.

[6]MAVURA K, PARKER R, BEMDT W O, et al. Ochratoxin A-induced teratogenesis in rats: partial protection by phenylalanine[J]. Applied and Environmental Microbiology, 1984, 48(6): 1186-1188.

[7]MüLLER G, ROSNER H, ROHRMANN B, et al. Effects of the mycotoxin ochratoxin A and some of its metabolites on the human cell line THP-1[J]. Toxicology, 2003, 184(1): 69-82. DOI:10.1016/S0191-2615(98)00007-1.

[8]SOLEAS G J, YAN J, GOLDBERG D M. Assay of ochratoxin A in wine and beer by high-pressure liquid chromatography photodiode array and gas chromatography mass selective detection[J].Agricultural Food Chemistry, 2001, 49: 2733-2740. DOI:10.1021/jf0100651.

[9]Some naturally occurring substances: Food items and constituents,heterocyclic aromatic amines and mycotoxins[C]. Carcinógenos:International Agency for Research on Cancer(IARC), 1993.

[10]MEDINA A, MATEO R, LOPEZOCANA L, et al. Study of Spanish grape mycobiota and ochratoxin A production by isolates of Aspergillus tubingensis and other members of Aspergillus section Nigri[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2005, 71(8): 4696-4702. DOI:10.1128/AEM.71.8.4696-4702.2005.

[11]HAN Z, ZhENG Y, LUAN L, et al. Analysis of ochratoxin A and ochratoxin B in traditional Chinese medicines by ultra-highperformance liquid chromatography-tandem mass spectrometry using [13C20]-ochratoxin A as an internal standard[J]. Journal of Chromatography A, 2010, 1217(1217): 4365-4374. DOI:10.1016/j.chroma.2010.04.052.

[12]GALLO A, BRUNO K S, SOLFRIZZO M, et al. New insight into the ochratoxin A biosynthetic pathway through deletion of a nonribosomal peptide synthetase gene in Aspergillus carbonarius[J]. Applied Environmental Microbiology, 2012, 78: 8208-8218. DOI:10.1128/AEM.02508-12.

[13]JELEN H, WASOWICZ E. Volatile fungal metabolites and their relation to the spoilage of agricultural commodities[J].Food Reviews International, 1998, 14(4): 391-426.DOI:10.1080/87559129809541170.

[14]KORPI A, JAMBERG J, PASANEN A L. Microbial volatile organic compounds[J]. Critical Reviews in Toxicology, 2009, 39(2): 139-193.DOI:10.1080/10408440802291497.

[15]LEMFACK M C, NICKEL J, DUNKEL M, et al. MVOC: a database of microbial volatiles[J]. Nucleic Acids Research, 2014, 42(D1):744-748. DOI:10.1093/nar/gkt1250.

[16]ARGYRI A A, MALLOUCHOS A, PANAGOU E Z, et al. The dynamics of the HS/SPME-GC/MS as a tool to assess the spoilage of minced beef stored under different packaging and temperature conditions[J]. International Journal of Food Microbiology, 2015, 193:51-58. DOI:10.1016/j.ijfoodmicro.2014.09.020.

[17]KESHRI G, VOYSEY P, MAGAN N. Early detection of spoilage moulds in bread using volatile production patterns and quantitative enzyme assays[J]. Journal of Applied Microbiology, 2002, 92(1):165-172. DOI:10.1046/j.1365-2672.2002.01515.x.

[18]POLIZZI V, ADAMS A, MALYSHEVA S V, et al. Identification of volatile markers for indoor fungal growth and chemotaxonomic classification of Aspergillus species[J]. Fungal Biology, 2012, 116(9):941-953. DOI:10.1016/j.funbio.2012.06.001.

[19]POLIZZI V, ADAMS A, DE S S, et al. Influence of various growth parameters on fungal growth and volatile metabolite production by indoor molds[J]. Science of the Total Environment, 2012, 414:277-286. DOI:10.1016/j.scitotenv.2011.10.035.

[20]LAMANAKA B T, TEIXEIRA A A, TEIXEIRA A R R, et al. Potential of volatile compounds produced by fungi to influence sensory quality of coffee beverage[J]. Food Research International, 2014, 64: 166-170.DOI:10.1016/j.foodres.2014.06.017.

[21]GREENE-MCDOWELLE D M, INGBER B, WRIGHT M S, et al.The effects of selected cotton-leaf volatiles on growth, development and aflatoxin production of Aspergillus parasiticus[J]. Toxicon, 1999,37(6): 883-893. DOI:10.1016/S0041-0101(98)00209-8.

[22]HUNG R, LEE S, BENNETT J W. Fungal volatile organic compounds and their role in ecosystems Korpi[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2015, 99(8): 3395-3405. DOI:10.1007/s00253-015-6494-4.

[23]KAMIN?KI E, LIBBEY L M, STAWICKI S, et al. Identifi cation of the predominant volatile compounds produced by Aspergillus flavus[J].Applied and Environmental Microbiolog, 1972, 24: 721-726.

[24]ABRAMSON D, SINHA R N, MILLS J T. Mycotoxin and odor formation in moist cereal grain during granary storage[J]. Cereal Chemistry, 1980, 57(5): 346-351.

[25]WERCINSKI S A. Solid phase microextraction: a practical guide[M].New York: CRC Press, 1999: 123-124.

[26]歐陽鋼峰. 固相微萃取原理與應用[M]. 北京: 化學工業(yè)出版社,2012: 15-16.

[27]劉俊亭. 新一代萃取分離技術: 固相微萃取[J]. 色譜, 1997, 15(2):118-119.

[28]JIANG C, SHI J, LIU Y, et al. Inhibition of Aspergillus carbonarius,and fungal contamination in table grapes using Bacillus subtilis[J]. Food Control, 2014, 35(1): 41-48. DOI:10.1016/j.foodcont.2013.06.054.

[29]馮賽賽. 葡萄干中OTA污染調查、產(chǎn)生菌的分離鑒定及炭黑曲霉pks基因敲除盒的構建[D]. 北京: 中國農(nóng)業(yè)大學, 2015.

[30]JELéN H H, MIROCHA C J, WASOWICZ E, et al. Production of volatile sesquiterpenes by Fusarium sambucinum strains with different abilities to synthesize trichothecenes[J]. Applied & Environmental Microbiology, 1995, 61(11): 3815-3820.

[31]龍奇志, 黃永輝, 鐘海雁. 茶油揮發(fā)性成分的固相微萃取-氣相色譜-質譜分析[J]. 中國食品學報, 2009, 9(3): 187-194. DOI:10.3969/j.issn.1009-7848.2009.03.031.

[32]JELE? H H. Use of solid phase microextraction (SPME) for profi ling fungal volatile metabolites[J]. Letters in Applied Microbiology, 2003,36(5): 263-267. DOI:10.1046/j.1472-765X.2003.01305.x.

[33]SUN D, WOODJONES A, WANG W, et al. Monitoring MVOC profi les over time from isolates of Aspergillus fl avus using SPME GCMS[J]. Journal of Agricultural Chemistry & Environment, 2014, 3(2):48-63. DOI:10.4236/jacen.2014.32007.

[34]JELE? H H, GRABARKIEWICZ-SZCZESNA J. Volatile compounds of Aspergillus strains with different abilities to produce ochratoxin A[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2005, 53:1678-1683. DOI:10.1021/jf0487396.

[35]SINHA M, S?RENSEN A, AHAMED A, et al. Production of hydrocarbons by Aspergillus carbonarius ITEM 5010[J]. Fungal Biology, 2015, 119(4): 274-282. DOI:10.1016/j.funbio.2015.01.001.