細菌群體感應(yīng)信號網(wǎng)絡(luò)及其應(yīng)用

徐 芳， 李 軍， 段云飛， 劉曉光

(江蘇大學(xué) 生命科學(xué)研究院， 鎮(zhèn)江 212013)

異源的種群和環(huán)境對微生物的生存和行為均產(chǎn)生顯著影響，也賦予它們與生俱來的社會性。迄今無論是真菌還是細菌中都發(fā)現(xiàn)存在群體感應(yīng)(Quorum sensing, QS)現(xiàn)象。群體感應(yīng)的概念最初在1994年由Fuqya等人提出，而首次發(fā)現(xiàn)QS現(xiàn)象的是Hastings與他的同事。他們發(fā)現(xiàn)當海洋費氏弧菌Vibriofischeri的種群密度達到一定閾值時具有生物發(fā)光的功能[1]。QS 是細胞與細胞間的通訊系統(tǒng)，通過產(chǎn)生和感應(yīng)化學(xué)信號分子，以物種復(fù)雜性和種群密度依賴的方式同步調(diào)控一組基因的表達。進一步與其它調(diào)控系統(tǒng)進行整合形成多層次的信號轉(zhuǎn)導(dǎo)網(wǎng)絡(luò)，使細菌不僅能感應(yīng)局部種群密度信號，同時整合各種環(huán)境信號，并迅速作出應(yīng)答以控制自身重要的生物學(xué)過程。細菌利用QS調(diào)控系統(tǒng)以群體協(xié)作的方式對種群的社會行為產(chǎn)生影響，使之獲得競爭優(yōu)勢，從而大大增強了微生物在環(huán)境中生存的幾率。QS作為新的分子靶標在農(nóng)業(yè)、醫(yī)藥和環(huán)保等領(lǐng)域已展示出誘人的應(yīng)用前景[2-3]。

細菌QS信號分子具有多樣性。用于種內(nèi)交流的信號分子，也稱為自我誘導(dǎo)物(autoinducers, AIs) 主要包括G+細菌產(chǎn)生的寡肽和G-細菌產(chǎn)生的乙?；呓z氨酸內(nèi)酯(N-acylhomoserine lactones, AHLs)，銅綠假單胞菌(Pseudomonasaeruginosa)等還產(chǎn)生喹諾酮PQS信號[4]，以及黃單胞菌Xanthomonas產(chǎn)生的擴散性信號分子DSF等[5]；以及用于種間交流的呋喃酮酰硼酸(AI-2)[6]。然而G-變形桿菌綱中主要依賴AHL介導(dǎo)的LuxI/LuxR 型QS系統(tǒng)。同時AHLs信號分子可根據(jù)C3 位置有無取代基(3-O 或3-OH 或無)，以及乙?；鶄?cè)鏈長度進行分類。

LuxI/LuxR 型QS系統(tǒng)的組成及功能。以V.fischeri為例，經(jīng)典的QS系統(tǒng)由LuxI和LuxR 2個蛋白組成。LuxI是AHL信號分子合成酶，LuxR則作為信號反應(yīng)調(diào)節(jié)子。LuxR作為受體蛋白與信號分子結(jié)合，形成受體-自體誘導(dǎo)物復(fù)合體，然后與靶基因啟動子上的一段20 bp的反向回文序列(luxbox)結(jié)合，激活(或抑制)熒光素酶基因簇luxCDABE和其它靶基因的轉(zhuǎn)錄，包括luxI基因自身正調(diào)控。LuxI/LuxR同源物目前已在100多種細菌中被鑒定[7]。大量研究已表明：作為轉(zhuǎn)錄水平的全局調(diào)控系統(tǒng)，QS調(diào)控的表型是多樣的，如生物發(fā)光，水平基因轉(zhuǎn)移，生物膜形成，致病性和產(chǎn)生抗生素和其它次生代謝物等；然而它們的進化選擇主要基于種群密度依賴的協(xié)同基因表達所傳遞的競爭優(yōu)勢[8-11]。有趣的是某些細菌種中同時存在多個QS回路組成復(fù)雜的信號網(wǎng)絡(luò)，對于調(diào)控細菌生理、行為和環(huán)境適應(yīng)性發(fā)揮至關(guān)重要的作用。

1 群體感應(yīng)信號網(wǎng)絡(luò)及其功能

隨著研究的深入，相繼發(fā)現(xiàn)多種細菌具有兩個以上的QS系統(tǒng)，且不同QS系統(tǒng)間相互作用，允許細菌在2個不同的基因表達程序之間切換：一種程序有利于在低細胞密度下的非社會性個體行為；另一種程序則有利于在高細胞密度下的群體和社會行為[12]。

1.1 銅綠假單胞菌(P. aeruginosa)的QS系統(tǒng)

條件致病菌P.aeruginosa是具有復(fù)雜QS系統(tǒng)的典型代表，調(diào)控細菌10%的基因，這需要消耗細菌自身大量ATP，所以不同QS系統(tǒng)的啟動具有嚴格的時序性，而不是同時表達，受到精細調(diào)控。其中最先發(fā)現(xiàn)的2個AHL-介導(dǎo)的LasRI(主要合成長鏈3-O-C12-HSL)和RhlRI(負責合成短鏈C4-HSL)系統(tǒng)，后來發(fā)現(xiàn)還有第3個QS系統(tǒng)依賴于喹諾酮PQS信號，主要在指數(shù)生長階段后期產(chǎn)生；而RhIR和RhII組成的QS回路首先被啟動，在入侵宿主時發(fā)揮主導(dǎo)作用，如在宿主表面形成生物膜，抵抗外界條件(如抗生素等)對細菌的破壞；當侵入宿主后，PQS是主要調(diào)控因素，負責產(chǎn)生毒力因子等次生代謝物，直接對宿主產(chǎn)生致病性。

此外， 3個系統(tǒng)互相調(diào)控，更好地適應(yīng)環(huán)境。LasRI通過調(diào)控彈性蛋白酶和外毒素影響致病性，而rhlRI還可調(diào)控鐵載體和綠膿菌素，研究發(fā)現(xiàn)，不是所有致病因子均由前兩者調(diào)控，PqsR-PQS也調(diào)控部分致病基因，且這部分致病基因不受前兩個QS調(diào)控；同時3個QS系統(tǒng)相互作用，而且共同調(diào)控許多靶基因，比如，lasRI位于rhlRI的上游，是QS網(wǎng)絡(luò)系統(tǒng)的主控因子，它激活下游RhlRI系統(tǒng)的表達[13]，并且通過激活PqsH、PqsR上調(diào)PQS，而RhlR則通過抑制PqsR、PqsABCD下調(diào)PQS系統(tǒng)；同時PQS可上調(diào)rhlI和lasRI的表達[7]，這表明，PQS建立了rhlI和lasRI的調(diào)控關(guān)系。綜上研究結(jié)果表明，第3個QS系統(tǒng)PqsR-PQS對細菌自身致病性及對環(huán)境適應(yīng)力方面增加了另外一層的控制。

1.2 植物共生根瘤菌Rhizobium leguminosarum的多個QS系統(tǒng)

在植物相關(guān)細菌中具有多個QS系統(tǒng)的代表是豌豆根瘤菌R.leguminosarumbv.viciae，已經(jīng)鑒定由raiIR，rhiIR，cinIR和traIR4個QS系統(tǒng)組成，在固氮根細菌與宿主植物建立共生互作關(guān)系中發(fā)揮重要作用。其中cinIR位于染色體上，產(chǎn)生3-OH-C14∶1-HSL，處于QS網(wǎng)絡(luò)上游，正調(diào)控tra和raiQS系統(tǒng)，參與生長抑制。而tra和rhl2個QS系統(tǒng)則位于質(zhì)粒pRL1JI上。其中traQS系統(tǒng)負責產(chǎn)生3-O-C8-HSL，控制質(zhì)粒的結(jié)合轉(zhuǎn)移；而rhlQS系統(tǒng)則產(chǎn)生幾個短鏈AHLs(C6/C7/C8-HSL)，影響結(jié)瘤效率。raiRIQS系統(tǒng)則位于另一個質(zhì)粒上pIJ9001，也產(chǎn)生幾個短鏈的AHLs，但目前功能未知[14]。

1.3 植物生防菌普城沙雷氏菌Serratia plymuthica的QS系統(tǒng)

最近已報道S.plymuthica中存在3個LuxI/LuxR型QS系統(tǒng)，可產(chǎn)生10 余種AHL信號分子，代表性AHLs有3-oxo-C6-HSL 、C4-HSL、C6-HSL和3-OH-C6-HSL[8-9]，參與調(diào)控胞外酶和抗生素產(chǎn)生，運動性和生物膜形成，以及生防活性和誘導(dǎo)系統(tǒng)抗性等多種生防相關(guān)表型[10-11]，盡管對幾個QS系統(tǒng)間如何相互作用還有待進一步研究。

1.4 QS信號網(wǎng)絡(luò)調(diào)控的功能

以P.aeruginosa為例，QS可直接或間接調(diào)控基因組中高達10%的編碼基因[15]。全局鑒定QS調(diào)控的靶基因和蛋白表明，除了控制細菌毒力(分泌因子如毒素和胞外酶)，QS還調(diào)節(jié)參與中心代謝、脂肪酸代謝和輔因子合成等相關(guān)基因的表達，可引起細菌生理的重要改變，對細菌在高密度種群環(huán)境下的適應(yīng)性有所貢獻[16]。細菌中QS網(wǎng)絡(luò)組成及其調(diào)控的表型詳見表1。

表1 細菌QS信號網(wǎng)絡(luò)及其功能

1.5 QS與其它調(diào)控系統(tǒng)之間的互作

QS除了直接調(diào)控細菌多種基因表達而改變細菌的生理和行為，還可以通過與其它全局調(diào)控因子的整合互作進入細菌復(fù)雜的信號轉(zhuǎn)導(dǎo)網(wǎng)絡(luò)發(fā)揮更強大的功能。首先QS可與雙因子系統(tǒng)(Two-component system，TCS)互作?；魜y弧菌V.cholerae是人類致病菌，其 VarS/VarA通過幾個小RNA Qrr 調(diào)控LuxR同源物HapR[22]。另外，QS調(diào)控細菌胞內(nèi)第二信使c-di-GMP。研究發(fā)現(xiàn)V.cholerae中低細胞濃度時，QS信號分子AI-2及CAI-1濃度較低，使膜上受體LuxP/Q及CpqS處于高度磷酸化水平，從而激活LuxO，處于激活狀態(tài)的LuxO激活下游基因qrr sRNA的表達，而qrr sRNA一方面通過促進VCA0939(GGDEF結(jié)合蛋白)提高c-di-GMP表達，一方面通過降解mRNA抑制hapR(高細胞濃度時的QS主要調(diào)控因子)表達；c-di-GMP激活VpsT及VpsR，其中VpsT正調(diào)控生物膜，VpsR激活低細胞濃度主控因子AphA，從而調(diào)控低細胞濃度時各種基因的表達，如毒力因子等。反之，細菌濃度和AHL信號水平相對較高時，c-di-GMP表達量低， HapR反而被激活，從而抑制了vpsT基因轉(zhuǎn)錄，并調(diào)控高細胞濃度時的相關(guān)基因表達[23]。c-di-GMP可調(diào)控多種表型，QS通過調(diào)控代謝酶，從而間接調(diào)控c-di-GMP，這種雙重調(diào)控避免了細胞因濃度低時，QS信號分子無法啟動相關(guān)基因，賦予了細菌更好適應(yīng)環(huán)境的能力。

QS與其他全局調(diào)控子互作研究已較廣泛，以P.aeruginosa為例，與其QS系統(tǒng)緊密聯(lián)系的全局調(diào)控子很多，比如Vfr-一種與cAMP作用，調(diào)控該菌致病性的全局調(diào)控子；RpoS-穩(wěn)定期調(diào)控因子，影響QS所調(diào)控基因的40%，與lasRI起相互激活作用；QscR-P.aeruginosa中第3個不產(chǎn)生AHL的luxR型調(diào)控子，其延遲QS調(diào)控基因的表達；其他的與QS有調(diào)控作用的還有RelA、ANR、RsaL、VqsR、MvfR、βRsmA等等[12]。

2 群體感應(yīng)系統(tǒng)的應(yīng)用

2.1 群體感應(yīng)信號調(diào)節(jié)與寄主植物的有益互作

QS信號不僅作為細菌細胞間通訊的語言，協(xié)同調(diào)節(jié)細菌基因表達和社會行為，研究發(fā)現(xiàn)它還作為跨界信號調(diào)節(jié)細菌與真核寄主的互作。如前所述，AHL信號控制共生根瘤細菌的結(jié)瘤固氮能力和生防菌S.plymuthica的生防活性和誘導(dǎo)系統(tǒng)抗病性。另外，根瘤菌Sinorhizobiummeliloti分泌的3O-C14-HSL已報道可以提高擬南芥的防病能力[24]；而Stenotrophomonasmaltophilia產(chǎn)生的QS因子rpf/DSF可促進細菌在根際定植及植物生長[15]。

植物轉(zhuǎn)基因技術(shù)也證明操縱細菌AHL信號可以降低病害嚴重度，改善植物防御能力，表明以QS信號作為分子靶標對于改善植物防病、促生和抗逆性方面有廣闊的應(yīng)用前景。例如通過QS信號淬滅的策略，表達AHL信號降解酶AiiA (AHL-lactonase)的煙草和馬鈴薯植物株系均表現(xiàn)出明顯增強了對軟腐細菌的抗病性[25]。Barriuso等通過西紅柿LasI轉(zhuǎn)基因株系表明QS參與Burkholderiagraminis誘導(dǎo)的植物生長促進和對鹽脅迫的耐力[26]。

植物可以感知和應(yīng)答細菌產(chǎn)生的QS信號影響其生長發(fā)育和防御能力。反之，細菌也可以通過感應(yīng)和結(jié)合寄主植物分泌的信號，激活生防相關(guān)基因的表達，有效抑制植物病害。根際假單胞菌中的PsoR屬于LuxR家族蛋白的一種特例。PsoR不響應(yīng)細菌自身分泌的AHL信號，只能與寄主植物分泌的少量化學(xué)物質(zhì)互作，從而激活生防相關(guān)基因表達，有效防治小麥幼苗根際腐爛等，進化樹分析還顯示，在黃單胞菌Pseudomonas、農(nóng)桿菌Agrobaterium和根瘤菌等多種植物相關(guān)細菌中均存在PsoR同源蛋白[27]。盡管是否具有相似的功能還有待驗證。

2.2 細菌群體感應(yīng)與環(huán)境

許多細菌還可以通過自身的QS調(diào)控系統(tǒng)影響周圍環(huán)境?？莶菅挎邨U菌QS信號參與凈化水體中多余的有機物質(zhì)，降低氨和氮的濃度，從而凈化水質(zhì)[28]。綠藻廣泛分布于海水、淡水等各種水環(huán)境中，參與形成海洋生物污垢，可造成重大經(jīng)濟損失。綠藻以孢子形式繁殖，研究發(fā)現(xiàn)細菌QS信號分子可促進Ca2+產(chǎn)生從而調(diào)控綠藻鞭毛的運動性以及孢子在細菌表面的附著能力，調(diào)節(jié)孢子定殖[29]。另外，V.Anguillarum產(chǎn)生的3O-C10-HSL可抑制孢子附著，而Sulfitobacterspp. 和Shewanellaspp.分泌的AHL也抑制綠藻孢子的萌發(fā)[30]。以上數(shù)據(jù)表明多種海洋細菌產(chǎn)生的QS信號具有清潔海洋生物污垢的潛能。

同時環(huán)境因子也會干擾細菌QS調(diào)控。 環(huán)境中NO可以通過QS調(diào)控Vibrioharveyi鞭毛產(chǎn)生和生物膜形成[31]；溫度、pH值和營養(yǎng)條件等對AHL信號分子的產(chǎn)生也有動態(tài)的影響。例如，假單胞菌在25℃條件下產(chǎn)生2種AHL信號3O-C12-HSL 和C4-HSL；而在4℃ 時所產(chǎn)生的短鏈C4-HSL消失。另外，pH大于7.5時導(dǎo)致AHLs的穩(wěn)定性下降；含不同碳源(葡萄糖,果糖,木糖,麥芽糖等)的培養(yǎng)基對AHL信號分子的產(chǎn)生水平和種類也有影響[32]。植物根際細菌Ralstoniasolanacearum產(chǎn)生AHL 需要脅迫和穩(wěn)定期的σs因子，而該因子在細菌饑餓條件下和進入穩(wěn)定期生長階段時活性最高[33]。

2.3 群體感應(yīng)在醫(yī)學(xué)領(lǐng)域的應(yīng)用

臨床廣泛使用抗生素治療細菌感染不但對人體有一定副作用，還促使細菌產(chǎn)生耐藥性。QS參與調(diào)控致病細菌毒力因子產(chǎn)生和生物膜形成，研究QS信號分子抑制劑或降解酶，干擾QS信號交流已成為防治細菌新策略之一[34]；同時因其干擾生物膜形成從而增強了對抗生素治療的敏感性。更重要的是，因為QS不影響細菌生長，沒有選擇壓力可以避免或延緩細菌抗藥性產(chǎn)生。因此QS作為潛在的防治細菌新靶標備受關(guān)注。研究發(fā)現(xiàn)P.aeruginosaAHL受體RhlR和LasR的新型抑制劑—mBTL(meta-bromo-thiolactone)，可阻止細菌對人體肺上皮細胞的侵染，抑制綠膿菌素及生物膜形成；mBTL還能預(yù)防P.aeruginosa對秀麗隱桿線蟲的侵染[35]。另外QS信號分子本身也可作為潛在藥物化學(xué)先導(dǎo)物有待進一步研發(fā)。以P.aeruginosa為例，HHQ、PQS和 3O-C12-HSL在人體免疫系統(tǒng)和心血管功能調(diào)節(jié)、細胞凋亡、細胞色素抑制和突破表皮細胞障礙等方面都發(fā)揮積極作用[36]。

3 展望

群體感應(yīng)現(xiàn)象的發(fā)現(xiàn)被視為近20年來微生物研究領(lǐng)域中最重大的進展之一。細菌利用QS調(diào)控系統(tǒng)以群體協(xié)作的方式對種群的社會行為產(chǎn)生影響，賦予細菌類似多細胞群體行為的能力，使之更好地適應(yīng)不斷變化的環(huán)境。QS在農(nóng)業(yè)、生物技術(shù)和醫(yī)學(xué)等諸多領(lǐng)域展示了廣闊的應(yīng)用前景。未來的挑戰(zhàn)包括解析QS信號級聯(lián)反應(yīng)及其與細菌復(fù)雜調(diào)控網(wǎng)絡(luò)的整合；揭示細菌與真核生物之間的跨界信號轉(zhuǎn)導(dǎo)以及調(diào)控其分子互作的機制等。進一步通過整合系統(tǒng)生物學(xué)和合成生物學(xué)的方法建立復(fù)雜細菌信號調(diào)控網(wǎng)絡(luò)的模型，以鑒定新的抗細菌靶標，用于診斷與防治傳染??；同時應(yīng)用于植病生防和預(yù)防海洋生物污垢等。

參考文獻：

[1]Fuqua W C, Winans S C, Greenberg E P. Quorum sensing in bacteria: the LuxR-LuxI family of cell density-responsive transcriptional regulators[J]. J Bactrriol, 1994, 176:269-275.

[2]Case R J, Labbate M, Kjelleberg S. AHL-driven quorum-sensing circuits: their frequency and function among the proteobacteria [J]. ISME J, 2008, 2: 345-349.

[3]Srivastava D, Waters C M. A tangled web: regulatory connections between quorum sensing and cyclic Di-GMP [J]. J Bacteriol, 2012,194: 4485-4493.

[4]Schuster M, Greenberg E P. A network of networks: Quorum-sensing gene regulation inPseudomonasaeruginosa[J]. Int J Med Microbiol, 2006, 296: 73-81.

[5]Peyman A, Henry M, Massimiliano C, et al. The DSF quorum sensing system controls the positive influence ofStenotrophomonasmaltophiliaon plants[J]. PLoS One, 2013,8: e67103.

[6]Lupp C, Ruby E G.Vibriofischeriuses two quorum-sensing systems for the regulation of early and late colonization factors [J]. J Bacteriol, 2005, 187:3620-3629.

[7]Rutherford S T, Bassler B L. Bacterial quorum sensing: its role in virulence and possibilities for its control[J].Cold Spring Harb Perspect Med, 2012, 2(11): a012427.

[8]Liu X, Jia J, Popat R, et al. Characterisation of two quorum sensing systems in the endophyticSerratiaplymuthicastrain G3: differential control of motility and biofilm formation according to life-style [J]. BMC Microbiol, 2011, 11:26.

[9]Duan Y F, Zhou M, Guo S, et al. Cloning and preliminary identification of SptR, a LuxR-like regulator fromSerratiaplymuthica[J]. Afr J Microbiol Res, 2012, 6:6333-6339.

[10]Liu X, Bimerew M, Ma Y, et al. Quorum-sensing signaling is required for production of the antibiotic pyrrolnitrin in a rhizospheric biocontrol strain ofSerratiaplymuthica[J]. FEMS Microbiol Lett, 2007, 270: 299-305.

[11]Pang Y, Liu X, Ma Y, et al. Induction of systemic resistance, root colonisation and biocontrol activities of the rhizospheric strain ofSerratiaplymuthicaare dependent on N-acyl homoserine lactones [J]. Eur J Plant Pathol, 2009, 124(2): 261-268.

[12]Ng W L, Bassler B L. Bacterial quorum-sensing network architectures [J]. Annu Rev Genet, 2009, 43:197-222.

[13]Schuster M, Greenberg E P. A network of networks: Quorum-sensing gene regulation inPseudomonasaeruginosa[J]. Int J Med Microbiol, 2006, 296(2/3):73-81.

[14]Sanchez C M, Bauer W D, Gao M, et al. Quorum-sensing regulation inrhizobiaand its role in symbiotic interactions with legumes [J]. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci, 2007, 362:1149-1163.

[15]Williams P, Cámara M. Quorum sensing and environmental adaptation inPseudomonasaeruginosa: a tale of regulatory networks and multifunctional signal molecules [J]. Curr Opin Microbiol, 2009,12:182-191.

[16]Wagner V E, Bushnell D, Passador L, et al. Microarray analysis ofPseudomonasaeruginosaquorum-sensing regulons: effects of growth phase and environment[J]. J Bacteriol, 2003,185: 2080-2095.

[17]Lupp C, Urbanowski M, Greenberg E P, et al. TheVibriofischeriquorum-sensing systemsainandluxsequentially induce luminescence gene expression and are important for persistence in the squid host [J]. Mol Microbiol, 2003, 50:319-331.

[18]Atkinson S, Chang C, Patrick H L, et al. Functional interplay between the Yersinia pseudotuberculosis YpsRI and YtbRI quorum sensing systems modulates swimming motility by controlling expression of flhDC and fliA [J]. Mol Microbiol, 2008, 69: 137-151.

[19]O′Grady E P, Viteri D F, Malott R J, et al. Reciprocal regulation by the CepIR and CciIR quorum sensing systems inBurkholderiacenocepacia[J]. BMC Genomics, 2009, 10:441.

[20]Suppiger A, Schmid N, Aguilar C, et al. Two quorum sensing systems control biofilm formation and virulence in members of theBurkholderiacepaciacomplex [J].Virulence, 2013, 4: 400-409.

[21]Gao M, Chen H, Eberhard A, et al. SinI-and expR-dependent quorum sensing inSinorhizobiummeliloti[J]. J Bacteriol, 2005, 187 :7931-7944.

[22]Tsou A M, Liu Z, Cai T, et al. The VarS/VarA two-component system modulates the activity of theVibriocholeraequorum-sensing transcriptional regulator HapR [J]. Microbiol, 2011, 157:1620-1628.

[23]Srivastava D, Waters C M. Regulatory connections between Quorum sensing and cyclic Di-GMP [J]. J Bacteriol, 2012, 194:4485-4493.

[24]Zarkani A A, Stein E, R?hrich C R,et al. Homoserine lactones influence the reaction of plants toRhizobia[J]. Int J Mol Sci, 2013, 14: 1722-1746.

[25]Dong Y H, Wang L H, Xu J L, et al. Quenching quorum-sensing-dependent bacterial infection by an N-acyl homoserine lactonase [J].Nature, 2001, 411:813-817.

[26]Barriuso J, Ramos S B, Fray R G, et al. Transgenic tomato plants alter quorum sensing in plant growth-promotingrhizobacteria[J].Plant Biotechnol J, 2008, 6:442-452.

[27]Subramoni S, Gonzalez J F, Johnson A, et al. Bacterial subfamily of LuxR regulators that respond to plant compounds [J]. Appl Environ Microbiol, 2011, 77:4579-4588.

[28]陳 瑞,王大力.枯草芽孢桿菌的群體感應(yīng)信號系統(tǒng)及其在環(huán)境領(lǐng)域的應(yīng)用前景[J].安全與環(huán)境學(xué)報,2012,12:5-8.

[29]Joint I, Tait K, Callow M E, et al. Cell-to-cell communication across the prokaryote-eukaryote boundary [J]. Science, 2002, 298:1207.

[30]Twigg M S, Tait K, Williams P, et al. Interference with the germination and growth of Ulva zoospores by quorum-sensing molecules from Ulva-associated epiphytic bacteria [J]. Environ Microbiol, 2013, doi: 10.1111/1462-2920.12203.

[31]Henares B M, Xu Y, Boon E M. A nitric oxide-responsive quorum sensing circuit inVibrioharveyiregulates flagella production and biofilm formation [J]. Int J Mol Sci, 2013, 14:16473-16484.

[32]綦國紅.碳源及溫度對食源假單胞菌群體感應(yīng)信號分子產(chǎn)生的影響[J]. 中國生物工程雜志, 2006, 26: 72-76.

[33]Flavier A B, Schell M A, Denny T P. An RpoS (sigmaS) homologue regulates acylhomoserine lactone-dependent autoinduction inRalstoniasolanacearum[J]. Mol Microbiol, 1998, 28:475-486.

[34]Middleton B, Rodgers H C, Cámara M, et al. Direct detection of N-acylhomoserine lactones in cystic fibrosis sputum[J]. FEMS Microbiol Letters, 2002, 207:1-7.

[35]O′Loughlin C T, Miller L C, Siryaporn A et al. A quorum-sensing inhibitor blocksPseudomonasaeruginosavirulence and biofilm formation [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2013, 9:17981-17986.

[36]Kim K, Kim Y U, Koh B H, et al. HHQ and PQS, twoPseudomonasaeruginosaquorum-sensing molecules, down-regulate the innate immune responses through the nuclear factor-kappaB pathway [J]. Immunology, 2010, 129:578-588.